Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster es una especie de mosca (del orden taxonómico Diptera) de la familia Drosophilidae. La especie a menudo se conoce como la mosca de la fruta o mosca menor de la fruta, o menos comúnmente la "mosca del vinagre" o "mosca del orujo". Comenzando con la propuesta de 1901 de Charles W. Woodworth sobre el uso de esta especie como organismo modelo, D. melanogaster continúa siendo ampliamente utilizado para la investigación biológica en genética, fisiología, patogénesis microbiana y evolución del ciclo vital. A partir de 2017, se han otorgado cinco premios Nobel a drosófilos por su trabajo con el insecto.

D. melanogaster se usa típicamente en investigación debido a su rápido ciclo de vida, genética relativamente simple con solo cuatro pares de cromosomas y gran número de descendientes por generación. Originalmente era una especie africana, y todos los linajes no africanos tenían un origen común. Su rango geográfico incluye todos los continentes, incluidas las islas. D. melanogaster es una plaga común en hogares, restaurantes y otros lugares donde se sirven alimentos.

Las moscas que pertenecen a la familia Tephritidae también se llaman "moscas de la fruta". Esto puede causar confusión, especialmente en el Mediterráneo, Australia y Sudáfrica, donde la mosca mediterránea de la fruta Ceratitis capitata es una plaga económica.

Aspecto físico

Mujeres (izquierda) y hombres (derecho) D. melanogaster

Vista desde arriba

Vista frontal

Las moscas de la fruta de tipo salvaje son de color marrón amarillento, con ojos de color rojo ladrillo y anillos negros transversales en el abdomen. Las porciones negras del abdomen son la inspiración para el nombre de la especie (melanogaster = "vientre negro"). El color rojo ladrillo de los ojos de la mosca salvaje se debe a dos pigmentos: la xantomatina, que es marrón y se deriva del triptófano, y las drosopterinas, que son rojas y se derivan del trifosfato de guanosina. Presentan dimorfismo sexual; las hembras miden alrededor de 2,5 mm (0,10 pulgadas) de largo; los machos son un poco más pequeños con la espalda más oscura. Los machos se distinguen fácilmente de las hembras en función de las diferencias de color, con una mancha negra distintiva en el abdomen, menos perceptible en las moscas recién emergidas, y los sexcombs (una fila de cerdas oscuras en el tarso de la primera pata). Además, los machos tienen un grupo de pelos puntiagudos (claspers) que rodean las partes reproductoras que se utilizan para unirse a la hembra durante el apareamiento. Imágenes extensas se encuentran en FlyBase. Las moscas Drosophila melanogaster pueden sentir las corrientes de aire con los pelos de la espalda. Sus ojos son sensibles a ligeras diferencias en la intensidad de la luz e instintivamente volarán cuando se detecte una sombra u otro movimiento.

Ciclo de vida y reproducción

Huevo D. melanogaster

En condiciones óptimas de crecimiento a 25 °C (77 °F), la D. melanogaster la esperanza de vida es de unos 50 días desde el huevo hasta la muerte. El período de desarrollo de D. melanogaster varía con la temperatura, como ocurre con muchas especies ectotérmicas. El tiempo de desarrollo más corto (huevo a adulto), 7 días, se logra a 28 °C (82 °F). Los tiempos de desarrollo aumentan a temperaturas más altas (11 días a 30 °C o 86 °F) debido al estrés por calor. En condiciones ideales, el tiempo de desarrollo a 25 °C (77 °F) es de 8,5 días, a 18 °C (64 °F) tarda 19 días y a 12 °C (54 °F) tarda más de 50 días. En condiciones de hacinamiento, el tiempo de desarrollo aumenta, mientras que las moscas emergentes son más pequeñas. Las hembras ponen unos 400 huevos (embriones), unos cinco a la vez, en fruta podrida u otro material adecuado, como hongos en descomposición y flujos de savia. Drosophila melanogaster es un insecto holometábolo, por lo que sufre una metamorfosis completa. Su ciclo de vida se divide en 4 etapas: embrión, larva, pupa y adulto. Los huevos, que miden alrededor de 0,5 mm de largo, eclosionan después de 12 a 15 horas (a 25 °C o 77 °F). Las larvas resultantes crecen durante aproximadamente 4 días (a 25 °C) mientras mudan dos veces (en larvas de segundo y tercer estadio), aproximadamente 24 y 48 h después de la eclosión. Durante este tiempo, se alimentan de los microorganismos que descomponen la fruta, así como del azúcar de la propia fruta. La madre pone heces en los sacos de huevos para establecer la misma composición microbiana en los intestinos de las larvas que ha funcionado positivamente para ella. Luego, las larvas se encapsulan en el pupario y sufren una metamorfosis de 4 días (a 25 °C), después de lo cual los adultos eclosionan (emergen).

Los machos realizan una secuencia de cinco patrones de comportamiento para cortejar a las hembras. Primero, los machos se orientan mientras tocan una canción de cortejo extendiendo horizontalmente y haciendo vibrar sus alas. Poco después, el macho se posiciona en la parte posterior del abdomen de la hembra en una postura baja para tocar y lamer los genitales femeninos. Finalmente, el macho enrosca el abdomen e intenta la cópula. Las hembras pueden rechazar a los machos alejándose, pateando y sacando su ovipositor. La cópula dura alrededor de 15 a 20 minutos, durante los cuales los machos transfieren unos pocos cientos de espermatozoides muy largos (1,76 mm) en el líquido seminal a la hembra. Las hembras almacenan los espermatozoides en un receptáculo tubular y en dos espermatecas en forma de hongo; los espermatozoides de múltiples apareamientos compiten por la fertilización. Se cree que existe una última precedencia masculina; el último macho en aparearse con una hembra engendra alrededor del 80% de su descendencia. Se encontró que esta precedencia ocurre tanto por el desplazamiento como por la incapacitación. El desplazamiento se atribuye al manejo del esperma por parte de la mosca hembra a medida que se realizan múltiples apareamientos y es más significativo durante los primeros 1 o 2 días posteriores a la cópula. El desplazamiento desde el receptáculo seminal es más significativo que el desplazamiento desde las espermatecas. La incapacidad del primer espermatozoide masculino por el segundo espermatozoide masculino se vuelve significativa de 2 a 7 días después de la cópula. Se cree que el líquido seminal del segundo macho es el responsable de este mecanismo de incapacitación (sin la eliminación del primer espermatozoide masculino) que tiene efecto antes de que ocurra la fertilización. Se cree que el retraso en la efectividad del mecanismo de incapacitación es un mecanismo de protección que evita que una mosca macho incapacite su propio esperma si se aparea con la misma mosca hembra repetidamente. Neuronas sensoriales en el útero de una mujer D. melanogaster responden a una proteína masculina, el péptido sexual, que se encuentra en el semen. Esta proteína hace que la hembra se resista a copular durante unos 10 días después de la inseminación. Se ha determinado la vía de la señal que conduce a este cambio de comportamiento. La señal se envía a una región del cerebro que es un homólogo del hipotálamo y el hipotálamo controla el comportamiento y el deseo sexual. Las hormonas gonadotrópicas en Drosophila mantienen la homeostasis y gobiernan el rendimiento reproductivo a través de una interrelación cíclica, similar al ciclo estral de los mamíferos. El péptido sexual perturba esta homeostasis y cambia drásticamente el estado endocrino de la mujer al incitar la síntesis de hormonas juveniles en el cuerpo allatum.

D. melanogaster se usa a menudo para estudios de extensión de la vida, como identificar genes que supuestamente aumentan la vida útil cuando mutan. D. melanogaster también se utiliza en estudios de envejecimiento. El síndrome de Werner es una condición en humanos caracterizada por un envejecimiento acelerado. Está causada por mutaciones en el gen WRN que codifica una proteína con funciones esenciales en la reparación del daño del ADN. Mutaciones en la D. melanogaster homólogo de WRN también causa un aumento de los signos fisiológicos del envejecimiento, como una vida útil más corta, una mayor incidencia de tumores, degeneración muscular, capacidad reducida para escalar, comportamiento alterado y actividad locomotora reducida.

Mujeres

Matización en cautiverio

Las hembras se vuelven receptivas al cortejo de los machos entre 8 y 12 horas después de emerger. Se ha descubierto que grupos específicos de neuronas en las hembras afectan el comportamiento de cópula y la elección de pareja. Uno de esos grupos en el cordón nervioso abdominal permite que la mosca hembra haga una pausa en los movimientos de su cuerpo para copular. La activación de estas neuronas induce a la hembra a dejar de moverse y orientarse hacia el macho para permitir el montaje. Si el grupo está inactivo, la hembra permanece en movimiento y no copula. Varias señales químicas, como las feromonas masculinas, a menudo pueden activar el grupo.

Además, las hembras imitan la elección de pareja. Cuando a las hembras vírgenes se les muestra a otras hembras copulando con un determinado tipo de macho, tienden a copular más con este tipo de macho después que las hembras ingenuas (que no han observado la cópula de otras). Este comportamiento es sensible a las condiciones ambientales y las hembras copulan menos en condiciones climáticas adversas.

Hombres

D. melanogaster los machos exhiben una fuerte curva de aprendizaje reproductivo. Es decir, con la experiencia sexual, estas moscas tienden a modificar su futuro comportamiento de apareamiento de múltiples maneras. Estos cambios incluyen una mayor selectividad para el cortejo intraespecífico, así como una disminución de los tiempos de cortejo.

Sexualmente ingenuo D. se sabe que los machos de melanogaster pasan mucho tiempo cortejando interespecíficamente, como con D. moscas simulans. Ingenuo D. melanogaster también intentará cortejar a las hembras que aún no son sexualmente maduras y a otros machos. D. melanogaster los machos muestran poca o ninguna preferencia por D. melanogaster hembras sobre hembras de otras especies o incluso otras moscas macho. Sin embargo, después de D. simulans u otras moscas incapaces de copular han rechazado a los machos' avances, D. melanogaster es mucho menos probable que los machos pasen tiempo cortejando de forma no específica en el futuro. Esta aparente modificación del comportamiento aprendido parece ser significativa desde el punto de vista evolutivo, ya que permite a los machos evitar invertir energía en encuentros sexuales inútiles.

Además, los machos con experiencia sexual previa modifican su baile de cortejo cuando intentan aparearse con nuevas hembras: los machos experimentados pasan menos tiempo cortejando, por lo que tienen latencias de apareamiento más bajas, lo que significa que pueden reproducirse más rápidamente. Esta latencia de apareamiento disminuida conduce a una mayor eficiencia de apareamiento para los machos experimentados sobre los machos inexpertos. Esta modificación también parece tener ventajas evolutivas obvias, ya que una mayor eficiencia de apareamiento es extremadamente importante a los ojos de la selección natural.

Poligamia

Tanto masculino como femenino D. Las moscas melanogaster actúan de forma polígama (tienen múltiples parejas sexuales al mismo tiempo). Tanto en machos como en hembras, la poligamia da como resultado una disminución de la actividad nocturna en comparación con las moscas vírgenes, más en los machos que en las hembras. La actividad vespertina consiste en aquellas en las que las moscas participan además del apareamiento y la búsqueda de parejas, como la búsqueda de comida. El éxito reproductivo de machos y hembras varía, ya que una hembra solo necesita aparearse una vez para alcanzar la máxima fertilidad. El apareamiento con múltiples parejas no ofrece ninguna ventaja sobre el apareamiento con una sola pareja, por lo que las hembras no muestran diferencias en la actividad nocturna entre individuos polígamos y monógamos. Sin embargo, para los machos, el apareamiento con múltiples parejas aumenta su éxito reproductivo al aumentar la diversidad genética de su descendencia. Este beneficio de la diversidad genética es una ventaja evolutiva porque aumenta la posibilidad de que algunos de los descendientes tengan rasgos que aumenten su aptitud en su entorno.

La diferencia en la actividad vespertina entre las moscas macho polígamas y monógamas se puede explicar con el cortejo. Para las moscas polígamas, su éxito reproductivo aumenta al tener descendencia con múltiples parejas y, por lo tanto, dedican más tiempo y energía a cortejar a múltiples hembras. Por otro lado, las moscas monógamas solo cortejan a una hembra y gastan menos energía al hacerlo. Si bien las moscas macho requieren más energía para cortejar a varias hembras, los beneficios reproductivos generales que produce han mantenido a la poligamia como la opción sexual preferida.

El mecanismo que afecta el comportamiento de cortejo en Drosophila está controlado por las neuronas osciladoras DN1 y LND. Se descubrió que la oscilación de las neuronas DN1 se ve afectada por las interacciones sociosexuales y está relacionada con la disminución de la actividad nocturna relacionada con el apareamiento.

Organismo modelo en genética

D. melanogaster sigue siendo uno de los organismos más estudiados en la investigación biológica, particularmente en genética y biología del desarrollo. También se emplea en estudios de mutagénesis ambiental.

Historia de uso en análisis genético

Alfred Sturtevant's Drosophila melanogaster mapa de enlace genético: Este fue el primer trabajo exitoso de mapeo de genes y proporciona evidencia importante para la teoría cromosómica de la herencia. El mapa muestra las posiciones relativas de las características alelicas en el segundo Drosophila cromosoma. La distancia entre los genes (unidades de mapas) es igual al porcentaje de eventos cruzados que ocurren entre diferentes alelos.

D. melanogaster fue uno de los primeros organismos utilizados para el análisis genético, y hoy en día es uno de los organismos eucariotas más ampliamente utilizados y genéticamente más conocidos. Todos los organismos utilizan sistemas genéticos comunes; por lo tanto, comprender procesos como la transcripción y la replicación en moscas de la fruta ayuda a comprender estos procesos en otros eucariotas, incluidos los humanos.

Thomas Hunt Morgan comenzó a usar moscas de la fruta en estudios experimentales de herencia en la Universidad de Columbia en 1910 en un laboratorio conocido como Fly Room. El Fly Room estaba repleto de ocho escritorios, cada uno ocupado por estudiantes y sus experimentos. Comenzaron experimentos usando botellas de leche para criar moscas de la fruta y lentes de mano para observar sus rasgos. Posteriormente, las lentes fueron reemplazadas por microscopios, lo que mejoró sus observaciones. Morgan y sus estudiantes finalmente dilucidaron muchos principios básicos de la herencia, incluida la herencia ligada al sexo, la epistasis, los alelos múltiples y el mapeo de genes.

D. melanogaster se había utilizado históricamente en laboratorios para estudiar la genética y los patrones de herencia. Sin embargo, D. melanogaster también tiene importancia en la investigación de mutagénesis ambiental, lo que permite a los investigadores estudiar los efectos de mutágenos ambientales específicos.

Razones de uso en laboratorios

D. melanogaster múltiples mutantes (en horario desde la parte superior): ojos marrones y cutícula negra (2 mutaciones), ojos de canina y cutícula de tipo salvaje (1 mutación), ojos de sepia y cutícula de ébano, ojos de bermilión y cutícula amarilla, ojos blancos y cutícula amarilla, ojos salvajes y cutícula amarilla.

Hay muchas razones por las que la mosca de la fruta es una opción popular como organismo modelo:

• Su cuidado y cultura requieren poco equipo, espacio y gasto incluso cuando usan grandes culturas.
• Puede ser anestesiado de forma segura y fácil (generalmente con éter, gas dióxido de carbono, enfriamiento o con productos como FlyNap).
• Su morfología es fácil de identificar una vez anestesiada.
• Tiene un tiempo de corta generación (unos 10 días a temperatura ambiente), por lo que varias generaciones pueden ser estudiadas dentro de unas pocas semanas.
• Tiene una alta fecundidad (las mujeres ponen hasta 100 huevos al día, y quizás 2000 en toda su vida).
• Los machos y las hembras se distinguen fácilmente, y las hembras vírgenes pueden ser identificadas fácilmente por su abdomen translúcido de color claro, facilitando el cruce genético.
• La larva madura tiene cromosomas gigantes en las glándulas salivales llamadas cromosomas de politeno, "puffs", que indican regiones de transcripción, por lo tanto actividad genética. La subreplicación del RDNA se produce dando como resultado sólo el 20% del ADN en comparación con el cerebro. Comparación con el 47%, menos RDNA en Sarcophaga barbata ovarios.
• Tiene sólo cuatro pares de cromosomas – tres automas, y un par de cromosomas sexuales.
• Los hombres no muestran recombinación meiotica, facilitando estudios genéticos.
• Los "cromosomas equilibradores" recesivos con marcadores genéticos visibles se pueden utilizar para mantener las existencias de alelos letales en un estado heterocigono sin recombinación debido a múltiples inversiones en el balanceador.
• El desarrollo de este organismo —desde el óvulo fertilizado hasta el adulto maduro— es bien entendido.
• Desde 1987 se dispone de técnicas de transformación genética.
• Su genoma completo fue secuenciado y publicado por primera vez en 2000.
• Los mosaicos sexuales se pueden producir fácilmente, proporcionando una herramienta adicional para estudiar el desarrollo y el comportamiento de estas moscas.

Marcadores genéticos

D. melanogaster que lleva el Alelo Ci (derecha), mostrando un fenotipo característico de alas rizadas en moscas adultas

Los marcadores genéticos se usan comúnmente en la investigación de Drosophila, por ejemplo, dentro de los cromosomas equilibradores o insertos de elementos P, y la mayoría de los fenotipos son fácilmente identificables a simple vista o bajo un microscopio. En la lista de algunos marcadores comunes a continuación, el símbolo del alelo va seguido del nombre del gen afectado y una descripción de su fenotipo. (Nota: los alelos recesivos están en minúsculas, mientras que los alelos dominantes están en mayúsculas).

• Cy¹: Curly; las alas curvan lejos del cuerpo, el vuelo puede ser un poco deteriorado
• e¹: Ebony; cuerpo negro y alas (heterocigotes también son visiblemente más oscuros que el tipo salvaje)
• Sb¹: Stubble; las cerdas son más cortas y más gruesas que el tipo salvaje
• w¹: Blanco; los ojos carecen de pigmentación y aparecen blanco
• bw: Marrón; color ocular determinado por varios pigmentos combinados.
• Sí.¹: Amarillo; pigmentación corporal y alas aparecen amarillas, la mosca analógica del albinismo

Mutaciones genéticas clásicas

Drosophila reciben tradicionalmente el nombre del fenotipo que provocan cuando mutan. Por ejemplo, la ausencia de un gen particular en Drosophila dará como resultado un embrión mutante que no desarrolla un corazón. Los científicos han llamado a este gen tinman, por el carácter de Oz del mismo nombre. Asimismo, cambios en el gen Shavenbaby provocan la pérdida de pelos cuticulares dorsales en larvas de Drosophila sechellia. Este sistema de nomenclatura da como resultado una gama más amplia de nombres de genes que en otros organismos.

• Adh: Alcohol deshidrogenasa- Drosophila melanogaster puede expresar la deshidrogenasa del alcohol (ADH) mutación, evitando así la degradación de los niveles tóxicos de alcohol en aldehídos y cetonas. Mientras que el etanol producido por la fruta decaída es una fuente natural de alimentos y ubicación para oviposit para Drosophila a bajas concentraciones (alrededor del 4 %), altas concentraciones de etanol pueden inducir estrés oxidativo e intoxicación de alcohol. Drosophila La aptitud se eleva consumiendo la baja concentración de etanol. La exposición inicial al etanol provoca hiperactividad, seguida de incoordinación y sedación. Otras investigaciones han demostrado que el alfa-ketoglutaato antioxidante puede ser beneficioso para reducir el estrés oxidativo producido por el consumo de alcohol. Un estudio de 2016 concluyó que la suplementación alimentaria con alfa-ketoglutaato de 10 mM disminuyó Drosophila sensibilidad al alcohol con el tiempo. Para el gen que códigos para la ADH, hay 194 alelos clásicos e inserción conocidos. Dos alelos que se utilizan comúnmente para la experimentación que implica toxicidad y respuesta del etanol son ADH^s (slow) and ADH^F (rápido). Numerosos experimentos han concluido que los dos alelos representan las diferencias en la actividad enzimática para cada uno. Al comparar los homozygotes Adh-F (tipo de pareja) y los nulls Adh- (homozygous null), la investigación ha demostrado que los nulls Adh- tienen un nivel más bajo de tolerancia para el etanol, comenzando el proceso de intoxicación antes que su contraparte. Otros experimentos también han concluido que el Adh allele es haplosufficiente. Haplosuffiency states that having one functioning allele will be adequate in producing the needed fenotypes for survival. Significando que las moscas que eran heterocigous para el Adh allele (una copia del Adh null allele y una copia del Adh Wild type allele) dieron muy similar tolerancia al alcohol fenotípico como las moscas dominantes homocigous (dos copias del tipo salvaje Adh allele). Independientemente del genotipo, Drosophila mostrar una respuesta negativa a la exposición a muestras con un contenido de etanol superior al 5%, lo que hace que cualquier tolerancia sea inadecuada, lo que da lugar a una dosis letal y una tasa de mortalidad de alrededor del 70%. Drosophila muestra muchas de las mismas respuestas de etanol que los humanos. Las dosis bajas de etanol producen hiperactividad, incoordinación de dosis moderadas y sedación de dosis altas.
• b: negroLa mutación negra fue descubierta en 1910 por Thomas Hunt Morgan. La mutación negra resulta en un cuerpo de color más oscuro, alas, venas y segmentos de la pierna de la mosca de la fruta. Esto ocurre debido a la incapacidad de la mosca para crear beta-alanina, un aminoácido beta. La expresión fenotípica de esta mutación varía según el genotipo del individuo; por ejemplo, si el espécimen es homocigotico o heterocigota resulta en una apariencia más oscura o menos oscura. Esta mutación genética es recesiva conectada con x.
• bw: marrón- La mutación del ojo marrón resulta de la incapacidad para producir o sintetizar pigmentos de pteridina (rojo), debido a una mutación de punto en el cromosoma II. Cuando la mutación es homozygous, los pigmentos de la pteridina son incapaces de sintetizarse porque en el comienzo de la vía de la pteridina, una enzima defectuosa está siendo codificada por genes recesivos homozygous. En total, las mutaciones en la vía pteridina producen un color ocular más oscuro, por lo que el color resultante del defecto bioquímico en la vía pteridina siendo marrón.
• m: miniatura- Uno de los primeros registros de miniatura La mutación de las alas también fue hecha por Thomas Hunt Morgan en 1911. Describió las alas como tener una forma similar como el fenotipo de tipo salvaje. However, their miniatura la designación se refiere a las longitudes de sus alas, que no se extienden más allá de su cuerpo y, por lo tanto, son notablemente más cortas que la longitud de tipo salvaje. También señaló que su herencia está conectada al sexo de la mosca y podría ser emparejado con la herencia de otros rasgos determinados por el sexo, como blanco ojos. Las alas también pueden demostrar otras características desviadas del ala de tipo salvaje, como un color borroso y nublado. Miniatura alas son 1.5x más cortas que el tipo salvaje, pero se cree que tienen el mismo número de células. Esto se debe a la falta de aplanamiento completo por estas células, haciendo que la estructura general del ala parezca más corta en comparación. La vía de expansión de las alas está regulada por una vía receptora de señales, donde el bursicon de neurohormona interactúa con su receptor complementario de proteínas G; este receptor impulsa una de las subunidades de proteína G a señalizar más actividad de enzimas y resultados en el desarrollo en el ala, como la apoptosis y el crecimiento.
• se: sepia- El color ocular del mutante sepia es sepia, un color marrón rojizo. En moscas de tipo salvaje, ommocromas (rojo) y esrosopterinas (rojo) dan a los ojos el color rojo típico. Las estroopterinas se hacen a través de una vía que implica una sintasa pirimidodiazepina, que está codificada en cromosoma 3L. El gen tiene un codón de parada prematura en las moscas de la sepia, por lo que las moscas no pueden producir la sintasa pirimidodiazepina y por lo tanto no pigmento rojo, para que los ojos permanezcan sepia. El alelo sepia es recesivo y por lo tanto brota de moscas sepia y moscas homocigous salvajes, tiene ojos rojos. El fenotipo de sepia no depende del sexo de la mosca.
• v: vermilión- Los mutantes bermelones no pueden producir los ommocromos marrones dejando las estroopterinas rojas para que los ojos estén colorados (un rojo radiante) en comparación con un tipo salvaje D. melanogaster. La mutación bermelada es relacionada con el sexo y recesiva. El gen que es defecto reside en el cromosoma X. Los ommocromos marrones se sintetizan de la kynurenina, que está hecha de triptófano. Las moscas de la Vermilión no pueden convertir triptófano en kynurenina y por lo tanto no pueden hacer ommocromas, tampoco. Los mutantes de Vermilion viven más tiempo que las moscas de tipo salvaje. Este período de vida más largo puede estar asociado con la cantidad reducida de triptófano convertido a kynurenina en moscas bermeladas.

Triple mosca de la fruta masculina mutante (Drosophila melanogaster) exhibiendo cuerpo negro, alas vestigiales y mutaciones de ojos marrones

• vg: vestigial- Una mutación espontánea, descubierta en 1919 por Thomas Morgan y Calvin Bridges. Las alas vestigiales son aquellas no completamente desarrolladas y que han perdido la función. Desde el descubrimiento del gen vestigio en Drosophila melanogaster, han habido muchos descubrimientos del gen vestigio en otros vertebrados y sus funciones dentro de los vertebrados. Se considera que el gen vestigial es uno de los genes más importantes para la formación de alas, pero cuando se vuelve sobre expresado el tema de las alas ectópicas comienzan a formar. El gen vestigio actúa para regular la expresión de los discos de imagen ala en el embrión y actúa con otros genes para regular el desarrollo de las alas. Un alelo vestigial mutado elimina una secuencia esencial del ADN requerido para el correcto desarrollo de las alas.
• w: blanco- Drosophila melanogaster tipo salvaje típicamente expresa un color rojo del ojo de ladrillo. La mutación de los ojos blancos en las moscas de la fruta se debe a la ausencia de dos pigmentos asociados con los colores rojos y marrones; peridinas (rojo) y omocromas (rojo). En enero de 1910, Thomas Hunt Morgan descubrió primero el gen blanco y lo denotó como w. El descubrimiento de la mutación de ojo blanco por Morgan produjo los comienzos de la experimentación genética y el análisis de Drosophila melanogaster. Hunt finalmente descubrió que el gen seguía un patrón similar de herencia relacionado con la segregación meiotica del cromosoma X. Descubrió que el gen estaba localizado en el cromosoma X con esta información. Esto llevó al descubrimiento de genes relacionados con el sexo y también al descubrimiento de otras mutaciones en Drosophila melanogaster. La mutación de los ojos blancos conduce a varias desventajas en las moscas, como una capacidad de escalada reducida, la vida acortada y menor resistencia al estrés en comparación con las moscas de tipo salvaje. Drosophila melanogaster tiene una serie de comportamientos de apareamiento que les permiten copular dentro de un entorno dado y por lo tanto contribuir a su aptitud. Tras el descubrimiento de Morgan de la mutación de ojo blanco ligada al sexo, un estudio dirigido por Sturtevant (1915) concluyó que los hombres de ojos blancos eran menos exitosos que los machos salvajes en términos de apareamiento con las hembras. Se encontró que cuanto mayor es la densidad en la pigmentación de los ojos, mayor es el éxito en el apareamiento para los machos del Dr.osophila melanogaster.
• y: amarillo- El gen amarillo es una mutación genética conocida como Dmely dentro de la base de datos ampliamente utilizada llamada FlyBase. Esta mutación se puede identificar fácilmente por el pigmento amarillo atípico observado en la cutícula de las moscas adultas y las piezas bocales de la larva. La mutación y comprende las siguientes clases fenotípicas: los mutantes que muestran una pérdida completa de la pigmentación de la cutícula (y-tipo) y otros mutantes que muestran un patrón de pigmento de mosaico con algunas regiones de la cutícula (tipo ancho, y2-tipo). El papel del gen amarillo es diverso y es responsable de cambios en el comportamiento, maduración reproductiva específica para el sexo y reprogramación epigenética. El gen y es un gen ideal para estudiar ya que es visiblemente claro cuando un organisim tiene este gen, facilitando la comprensión del paso del ADN a la descendencia.

Ala de tipo salvaje (izquierda) vs. ala de miniatura (derecha)

Genoma

El genoma de D. melanogaster (secuenciado en 2000 y conservado en la base de datos FlyBase) contiene cuatro pares de cromosomas: un par X/Y y tres autosomas etiquetados como 2, 3 y 4. El cuarto cromosoma es relativamente muy pequeño y, por lo tanto, a menudo ignorado, aparte de su importante gen eyeless. El D. melanogaster se ha anotado el genoma secuenciado de 139,5 millones de pares de bases y contiene alrededor de 15 682 genes según el comunicado 73 de Ensemble. Más del 60 % del genoma parece ser ADN funcional no codificante de proteínas implicado en el control de la expresión génica. La determinación del sexo en Drosophila ocurre por la proporción X:A de cromosomas X a autosomas, no por la presencia de un cromosoma Y como en la determinación del sexo humano. Aunque el cromosoma Y es completamente heterocromático, contiene al menos 16 genes, muchos de los cuales se cree que tienen funciones relacionadas con los hombres.

Hay tres ortólogos de transferrina, todos los cuales difieren radicalmente de los conocidos en los modelos de cordados.

Similitud con los humanos

Un estudio realizado en marzo de 2000 por el Instituto Nacional de Investigación del Genoma Humano que comparó el genoma de la mosca de la fruta y el humano estimó que alrededor del 60% de los genes se conservan entre las dos especies. Alrededor del 75% de los genes de enfermedades humanas conocidas tienen una coincidencia reconocible en el genoma de las moscas de la fruta, y el 50% de las secuencias de proteínas de mosca tienen homólogos de mamíferos. Una base de datos en línea llamada Homophila está disponible para buscar homólogos de genes de enfermedades humanas en moscas y viceversa.

Drosophila se está utilizando como modelo genético para varias enfermedades humanas, incluidos los trastornos neurodegenerativos de Parkinson, Huntington, ataxia espinocerebelosa y enfermedad de Alzheimer. La mosca también se está utilizando para estudiar los mecanismos subyacentes al envejecimiento y el estrés oxidativo, la inmunidad, la diabetes y el cáncer, así como el abuso de drogas.

Conectoma

Drosophila es uno de los pocos animales (C. elegans es otro) donde están disponibles circuitos neuronales detallados (un conectoma).

Existe un conectoma de alto nivel, a nivel de los compartimentos cerebrales y los tractos interconectados de las neuronas, para el cerebro completo de la mosca. Una versión de esto está disponible en línea.

Existen conectomas detallados a nivel de circuito para la lámina y una columna medular, tanto en el sistema visual de la mosca de la fruta como en el lóbulo alfa del cuerpo del hongo.

En mayo de 2017, un artículo publicado en bioRxiv presentó una pila de imágenes de microscopía electrónica de todo el cerebro de una mujer adulta con resolución sináptica. El volumen está disponible para el rastreo escaso de circuitos seleccionados. Desde entonces, se han recopilado varios conjuntos de datos, incluido un conectoma denso de la mitad del cerebro central de Drosophila en 2020 y un conectoma denso de todo el cordón nervioso femenino adulto en 2021. En general, estos conjuntos de datos se adquieren mediante seccionar el tejido (por ejemplo, el cerebro) en secciones delgadas (del orden de diez o cientos de nanómetros). A continuación, se obtienen imágenes de cada sección con un microscopio electrónico y estas imágenes se unen y alinean para crear un volumen de imagen en 3D. Los métodos utilizados en la reconstrucción y el análisis inicial de dichos conjuntos de datos siguieron. Debido a los avances en el aprendizaje profundo, los métodos automatizados para la segmentación de imágenes han realizado reconstrucciones a gran escala que proporcionan reconstrucciones densas de todas las neuritas dentro del volumen. Además, la resolución de la microscopía electrónica ilumina las variaciones ultraestructurales entre las neuronas, así como la ubicación de las sinapsis individuales, lo que proporciona un diagrama de cableado de la conectividad sináptica entre todas las neuritas dentro del conjunto de datos dado.

En 2023, se publicó el mapa completo del cerebro de una larva de Drosophila a nivel de sinapsis y un análisis de su arquitectura. El cerebro larvario consta de 3016 neuronas y 548 000 sinapsis, mientras que el cerebro adulto tiene alrededor de 150 000 neuronas y 150 millones de sinapsis.

Desarrollo

El ciclo de vida de este insecto tiene cuatro etapas: huevo fertilizado, larva, pupa y adulto.

La embriogénesis en Drosophila ha sido ampliamente estudiada, ya que su pequeño tamaño, corto tiempo de generación y gran tamaño de cría la hacen ideal para estudios genéticos. También es único entre los organismos modelo porque la escisión se produce en un sincitio.

D. melanogaster oogenesis

Durante la ovogénesis, los puentes citoplásmicos llamados "canales anulares" conectar el ovocito en formación a las células nodrizas. Los nutrientes y las moléculas de control del desarrollo pasan de las células nodrizas al ovocito. En la figura de la izquierda, se puede ver que el ovocito en formación está cubierto por células de soporte folicular.

Después de la fertilización del ovocito, el embrión temprano (o embrión sincitial) experimenta una rápida replicación del ADN y 13 divisiones nucleares hasta que se acumulan alrededor de 5000 a 6000 núcleos en el citoplasma no separado del embrión. Al final de la octava división, la mayoría de los núcleos han emigrado a la superficie, rodeando el saco vitelino (dejando atrás solo unos pocos núcleos, que se convertirán en los núcleos vitelinos). Después de la décima división, las células polares se forman en el extremo posterior del embrión, segregando la línea germinal del sincitio. Finalmente, después de la división 13, las membranas celulares se invaginan lentamente, dividiendo el sincitio en células somáticas individuales. Una vez que se completa este proceso, comienza la gastrulación.

La división nuclear en el embrión temprano de Drosophila ocurre tan rápido que no existen puntos de control adecuados, por lo que se pueden cometer errores en la división del ADN. Para sortear este problema, los núcleos que se han equivocado se desprenden de sus centrosomas y caen en el centro del embrión (saco vitelino), que no formará parte de la mosca.

La red de genes (interacciones transcripcionales y de proteínas) que rigen el desarrollo temprano del embrión de la mosca de la fruta es una de las redes de genes mejor comprendidas hasta la fecha, especialmente el patrón a lo largo de los ejes anteroposterior (AP) y dorsoventral (DV) (ver debajo morfogénesis).

El embrión experimenta movimientos morfogenéticos bien caracterizados durante la gastrulación y el desarrollo temprano, incluida la extensión de la banda germinal, la formación de varios surcos, la invaginación ventral del mesodermo y la invaginación posterior y anterior del endodermo (intestino), así como una extensión del cuerpo segmentación hasta que finalmente eclosionan de la cutícula circundante a una larva de primer estadio.

Durante el desarrollo larvario, los tejidos conocidos como discos imaginales crecen dentro de la larva. Los discos imaginales se desarrollan para formar la mayoría de las estructuras del cuerpo adulto, como la cabeza, las piernas, las alas, el tórax y los genitales. Las células de los discos imaginales se reservan durante la embriogénesis y continúan creciendo y dividiéndose durante las etapas larvales, a diferencia de la mayoría de las otras células de la larva, que se han diferenciado para realizar funciones especializadas y crecen sin más división celular. En la metamorfosis, la larva forma una pupa, dentro de la cual se reabsorben los tejidos larvarios y los tejidos imaginales experimentan extensos movimientos morfogenéticos para formar estructuras adultas.

Plasticidad del desarrollo

Los factores bióticos y abióticos experimentados durante el desarrollo afectarán la asignación de recursos para el desarrollo, lo que conducirá a una variación fenotípica, también conocida como plasticidad del desarrollo. Como en todos los insectos, los factores ambientales pueden influir en varios aspectos del desarrollo de Drosophila melanogaster. Las moscas de la fruta criadas bajo un tratamiento de hipoxia experimentan una disminución de la longitud del tórax, mientras que la hiperoxia produce músculos de vuelo más pequeños, lo que sugiere efectos negativos en el desarrollo de los niveles extremos de oxígeno. Los ritmos circadianos también están sujetos a la plasticidad del desarrollo. Las condiciones de luz durante el desarrollo afectan los patrones de actividad diaria en Drosophila melanogaster, donde las moscas criadas bajo luz o oscuridad constante son menos activas como adultas que aquellas criadas bajo un ciclo de luz/oscuridad de 12 horas.

La temperatura es uno de los factores más dominantes que influyen en el desarrollo de los artrópodos. En Drosophila melanogaster, la plasticidad del desarrollo inducida por la temperatura puede ser beneficiosa y/o perjudicial. La mayoría de las veces, las temperaturas de desarrollo más bajas reducen las tasas de crecimiento, lo que influye en muchos otros factores fisiológicos. Por ejemplo, el desarrollo a 25 °C aumenta la velocidad al caminar, la amplitud del rendimiento térmico y el éxito territorial, mientras que el desarrollo a 18 °C aumenta la masa corporal y el tamaño del ala, todo lo cual está relacionado con la forma física. Además, el desarrollo a ciertas temperaturas bajas produce alas proporcionalmente grandes que mejoran el vuelo y el rendimiento reproductivo a temperaturas igualmente bajas (Ver aclimatación).

Si bien ciertos efectos de la temperatura de desarrollo, como el tamaño del cuerpo, son irreversibles en los ectotermos, otros pueden ser reversibles. Cuando Drosophila melanogaster se desarrollan a temperaturas frías, tendrán una mayor tolerancia al frío, pero si las moscas criadas en frío se mantienen a temperaturas más cálidas, su tolerancia al frío disminuye y la tolerancia al calor aumenta con el tiempo. Debido a que los insectos generalmente solo se aparean en un rango específico de temperaturas, su tolerancia al frío/calor es un rasgo importante para maximizar el rendimiento reproductivo.

Si bien se espera que los rasgos descritos anteriormente se manifiesten de manera similar en todos los sexos, la temperatura del desarrollo también puede producir efectos específicos del sexo en D. melanogaster adultos.

• Mujeres- Número de ovariole se ve afectada significativamente por la temperatura de desarrollo en D. melanogaster. El tamaño del huevo también se ve afectado por la temperatura del desarrollo, y se exacerba cuando ambos padres se desarrollan a temperaturas cálidas (See Efecto materno). Bajo temperaturas estresantes, estas estructuras se desarrollarán a tamaños más pequeños y disminuirán la producción reproductiva de una mujer. La fecundidad temprana (huevos totales colocados en los primeros 10 días después de la eclosión) se maximiza cuando se crían a 25 °C (versus 17 °C y 29 °C) independientemente de la temperatura adulta. A través de una amplia gama de temperaturas de desarrollo, las mujeres tienden a tener mayor tolerancia al calor que los hombres.
• Hombres- Las temperaturas de desarrollo resistentes causarán esterilidad en D. melanogaster machos; aunque el límite de temperatura superior puede aumentarse manteniendo cepas a altas temperaturas (See acclimation). La esterilidad masculina puede ser reversible si los adultos son devueltos a una temperatura óptima después de desarrollarse a temperaturas estresantes. Las moscas masculinas son más pequeñas y más exitosas en la defensa de los sitios de alimentos/oviposición cuando se crían a 25 °C versus 18 °C; por lo tanto los hombres más pequeños tendrán mayor éxito de maduración y producción reproductiva.

Determinación del sexo

Drosophila tienen cromosomas X e Y, así como autosomas. A diferencia de los humanos, el cromosoma Y no confiere masculinidad; más bien, codifica los genes necesarios para producir esperma. En cambio, el sexo está determinado por la proporción de cromosomas X a autosomas. Además, cada celda "decide" ser macho o hembra independientemente del resto del organismo, dando lugar a la aparición ocasional de ginandromorfos.

Tres genes principales están involucrados en la determinación del sexo de Drosophila. Estos son sexo letales, sin hermanas y inexpresivos. Deadpan es un gen autosómico que inhibe sex-lethal, mientras que sisterless se lleva en el cromosoma X e inhibe la acción de deadpan. Una célula AAX tiene el doble de inexpresiva que sin hermana, por lo que se inhibirá sex-letal, creando un varón. Sin embargo, una célula AAXX producirá suficientes hermanas para inhibir la acción de inexpresiva, permitiendo que el gen sexo-letal se transcriba para crear una hembra.

Después, el control por parte de inexpresivos y sin hermanas desaparece y lo que se vuelve importante es la forma del gen sexo-letal. Un promotor secundario provoca la transcripción tanto en machos como en hembras. El análisis del cDNA ha demostrado que se expresan diferentes formas en machos y hembras. Se ha demostrado que Sex-lethal afecta el empalme de su propio ARNm. En los hombres, se incluye el tercer exón que codifica un codón de parada, lo que provoca que se produzca una forma truncada. En la versión femenina, la presencia de sex-lethal hace que se pierda este exón; los otros siete aminoácidos se producen como una cadena peptídica completa, nuevamente dando una diferencia entre hombres y mujeres.

La presencia o ausencia de proteínas funcionales letales para el sexo ahora afecta la transcripción de otra proteína conocida como doble sexo. En ausencia de sex-lethal, al doble sexo se le quitará el cuarto exón y se traducirá hasta el exón 6 inclusive (DSX-M[ale]), mientras que en su presencia el cuarto exón que codifica un codón de parada producirá una versión truncada. de la proteína (DSX-F[emale]). DSX-F provoca la transcripción de las proteínas Yolk 1 y 2 en las células somáticas, que se bombearán al ovocito en su producción.

Inmunidad

La D. melanogaster el sistema inmunitario se puede dividir en dos respuestas: humoral y mediada por células. La primera es una respuesta sistémica mediada en gran parte por las vías toll e Imd, que son sistemas paralelos para la detección de microbios. Otras vías, incluidas las vías de respuesta al estrés JAK-STAT y P38, la señalización nutricional a través de FOXO y la señalización de muerte celular JNK, están involucradas en respuestas fisiológicas clave a la infección. D. melanogaster tiene un órgano llamado "cuerpo gordo", que es análogo al hígado humano. El cuerpo graso es el órgano secretor principal y produce moléculas inmunitarias clave tras la infección, como las serina proteasas y los péptidos antimicrobianos (AMP). Los AMP se secretan en la hemolinfa y se unen a bacterias y hongos infecciosos, matándolos al formar poros en sus paredes celulares o inhibiendo los procesos intracelulares. En cambio, la respuesta inmunitaria celular se refiere a la actividad directa de las células sanguíneas (hemocitos) en Drosophila, que son análogas a los monocitos/macrófagos de los mamíferos. Los hemocitos también tienen un papel importante en la mediación de las respuestas inmunitarias humorales, como la reacción de melanización.

La respuesta inmunitaria a la infección puede involucrar hasta 2423 genes, o el 13,7 % del genoma. Aunque la respuesta transcripcional de la mosca al desafío microbiano es altamente específica para patógenos individuales, Drosophila expresa diferencialmente un grupo central de 252 genes tras la infección con la mayoría de las bacterias. Este grupo central de genes está asociado con categorías de ontología génica como respuesta antimicrobiana, respuesta al estrés, secreción, similar a una neurona, reproducción y metabolismo, entre otras. Drosophila también posee varios mecanismos inmunitarios para dar forma a la microbiota y prevenir respuestas inmunitarias excesivas ante la detección de estímulos microbianos. Por ejemplo, los PGRP secretados con actividad de amidasa eliminan y degradan la PGN de tipo DAP inmunoestimuladora para bloquear la activación de Imd.

A diferencia de los mamíferos, Drosophila tiene inmunidad innata pero carece de una respuesta inmune adaptativa. Sin embargo, los elementos centrales de esta respuesta inmune innata se conservan entre humanos y moscas de la fruta. Como resultado, la mosca de la fruta ofrece un modelo útil de inmunidad innata para desentrañar las interacciones genéticas de señalización y función efectora, ya que las moscas no tienen que enfrentarse a la interferencia de los mecanismos inmunitarios adaptativos que podrían confundir los resultados. Diversas herramientas genéticas, protocolos y ensayos hacen de Drosophila un modelo clásico para estudiar el sistema inmunológico innato, que incluso ha incluido la investigación inmunológica en la estación espacial internacional.

El camino de peaje como se encuentra en la mosca de la fruta

La vía de peaje de Drosophila

La primera descripción de los receptores tipo toll implicados en la respuesta a la infección se realizó en Drosophila y culminó con un premio Nobel en 2011. La vía toll en Drosophila es homólogo a las vías de peaje en los mamíferos. Esta cascada reguladora se inicia luego del reconocimiento de patógenos por parte de los receptores de reconocimiento de patrones, particularmente de bacterias Gram positivas, parásitos e infecciones fúngicas. Esta activación conduce a cascadas de señalización de serina proteasa que finalmente activan la citoquina spätzle. Alternativamente, las proteasas microbianas pueden escindir directamente las serina proteasas como Persephone que luego propagan la señalización. La citocina spätzle actúa entonces como ligando de la vía de peaje en las moscas. Tras la infección, pro-spätzle es escindido por la proteasa SPE (enzima de procesamiento de spätzle [de]) para convertirse en spätzle activo, que se une al receptor toll ubicado en la superficie celular del cuerpo graso y se dimeriza para la activación de las vías de señalización de NF-κB aguas abajo, incluidas las proteínas que contienen múltiples dominios de muerte y los reguladores negativos como la proteína de repetición de anquirina Cactus. La vía culmina con la translocación de los factores de transcripción NF-κB Dorsal y Dif (factor de inmunidad relacionado con Dorsal) hacia el núcleo. Dudzic et al. encuentre una gran cantidad de mensajeros de serina proteasa compartidos y diafonía entre esta vía y las vías de melanización relacionadas con la inmunidad.

La vía de peaje se identificó por su regulación de los péptidos antimicrobianos (AMP), incluido el péptido antifúngico drosomicina. Tras la infección, los AMP aumentan su expresión a veces hasta 1000 veces, proporcionando lecturas inequívocas de la activación de la vía. Otro grupo de efectores similares a AMP regulados por peaje incluye los Bomanins, que parecen ser responsables de la mayor parte de la defensa inmune mediada por peaje. Sin embargo, las Bomaninas solas no muestran actividad antimicrobiana.

Se ha propuesto que una segunda enzima similar a SPE actúe de manera similar para activar spätzle, ya que la pérdida de SPE no reduce completamente la actividad de la señalización de peaje; sin embargo, aún no se ha identificado una segunda SPE. Aún no se han caracterizado varias serina proteasas, incluidas muchas con homología con SPE. La vía de peaje también interactúa con la filtración renal de peptidoglicano derivado de la microbiota, lo que mantiene la homeostasis inmunitaria. De forma mecánica, los nefrocitos endocitosan la PGN de tipo Lys de la circulación sistémica y la dirigen a los lisosomas para su degradación. Sin esto, la señalización de peaje se activa constitutivamente, lo que resulta en un drenaje severo de las reservas de nutrientes y un estrés significativo en la fisiología del huésped.

Las moscas deficientes de AMP (ojos rojos) sufren un crecimiento bacteriano rampante (fluorescencia verde) sobre la infección.

La vía Imd de Drosophila

La vía Imd es ortóloga a la señalización de la superfamilia de receptores TNF humanos y es desencadenada por bacterias gramnegativas a través del reconocimiento por proteínas de reconocimiento de peptidoglucano (PGRP), incluidos los receptores solubles y los receptores de superficie celular (PGRP-LE y LC, respectivamente). La señalización de Imd culmina en la translocación del factor de transcripción NF-κB Relish en el núcleo, lo que conduce a la regulación positiva de los genes que responden a Imd, incluida la diptericina AMP. En consecuencia, las moscas deficientes en AMP se parecen a los mutantes de la vía Imd en términos de susceptibilidad a la infección bacteriana. La señalización de imd y Relish específicamente también están involucradas en la regulación de la inmunidad en los epitelios superficiales, incluso en el intestino y las vías respiratorias.

El factor de transcripción Relish también se ha implicado en procesos relacionados con la proliferación celular y la neurodegeneración, ya sea a través de la autofagia o la toxicidad autoinmune. En modelos neurodegenerativos que se basan en la señalización de Imd, la expresión de AMP en el cerebro se correlaciona con daños en el tejido cerebral, lesiones y, en última instancia, con la muerte. Los AMP regulados por sabor, como la defensina y la diptericina, también tienen propiedades anticancerígenas que promueven la eliminación de tumores. La diptericina B AMP regulada por Imd también es producida por el cuerpo graso específicamente en la cabeza, y la diptericina B es necesaria para la formación de la memoria a largo plazo.

Señalización JAK-STAT

Múltiples elementos de la vía de señalización JAK-STAT de Drosophila tienen homología directa con los genes de la vía JAK-STAT humana. La señalización de JAK-STAT se induce ante diversas tensiones del organismo, como estrés por calor, deshidratación o infección. La inducción de JAK-STAT conduce a la producción de una serie de proteínas de respuesta al estrés, incluidas las proteínas que contienen tioéster (TEP), Turandots y el péptido antimicrobiano putativo Listericina. Los mecanismos a través de los cuales actúan muchas de estas proteínas aún están bajo investigación. Por ejemplo, los TEP parecen promover la fagocitosis de bacterias Gram-positivas y la inducción de la vía toll. Como consecuencia, las moscas que carecen de TEP son susceptibles a la infección por desafíos de la vía de peaje.

La respuesta celular a la infección

Los hemocitos circulantes son reguladores clave de la infección. Esto se ha demostrado mediante herramientas genéticas para generar moscas que carecen de hemocitos, o mediante la inyección de perlas de microvidrio o gotas de lípidos que saturan la capacidad de los hemocitos para fagocitar una infección secundaria. Las moscas tratadas de esta manera no pueden fagocitar bacterias tras la infección y, en consecuencia, son susceptibles a la infección. Estos hemocitos derivan de dos oleadas de hematopoyesis, una que ocurre en el embrión temprano y otra que ocurre durante el desarrollo desde la larva hasta el adulto. Sin embargo, los hemocitos de Drosophila no se renuevan durante la vida adulta, por lo que la mosca tiene un número finito de hemocitos que disminuyen a lo largo de su vida. Los hemocitos también participan en la regulación de los eventos del ciclo celular y la apoptosis del tejido aberrante (p. ej., células cancerosas) mediante la producción de Eiger, una molécula de señalización del factor de necrosis tumoral que promueve la señalización de JNK y, en última instancia, la muerte celular y la apoptosis.

Genética del comportamiento y neurociencia

En 1971, Ron Konopka y Seymour Benzer publicaron "Clock mutants of Drosophila melanogaster", un artículo que describe las primeras mutaciones que afectaron el comportamiento de un animal. Las moscas de tipo salvaje muestran un ritmo de actividad con una frecuencia de aproximadamente un día (24 horas). Encontraron mutantes con ritmos más rápidos y más lentos, así como ritmos rotos: moscas que se mueven y descansan en chorros aleatorios. El trabajo durante los siguientes 30 años ha demostrado que estas mutaciones (y otras similares) afectan a un grupo de genes y sus productos que forman un reloj bioquímico o biológico. Este reloj se encuentra en una amplia gama de células de mosca, pero las células portadoras del reloj que controlan la actividad son varias docenas de neuronas en el cerebro central de la mosca.

Desde entonces, Benzer y otros han utilizado análisis conductuales para aislar los genes implicados en la visión, el olfato, la audición, el aprendizaje/memoria, el cortejo, el dolor y otros procesos, como la longevidad.

Siguiendo el trabajo pionero de Alfred Henry Sturtevant y otros, Benzer y sus colegas utilizaron mosaicos sexuales para desarrollar una nueva técnica de mapeo del destino. Esta técnica permitió asignar una característica particular a una ubicación anatómica específica. Por ejemplo, esta técnica demostró que el comportamiento de cortejo masculino está controlado por el cerebro. El mapeo del destino del mosaico también proporcionó la primera indicación de la existencia de feromonas en esta especie. Los machos distinguen entre machos y hembras conespecíficos y dirigen el cortejo persistente preferentemente hacia las hembras gracias a una feromona sexual específica de la hembra que es producida principalmente por los tergitos de la hembra.

Los primeros mutantes del aprendizaje y la memoria (dunce, rutabaga, etc.) fueron aislados por William "Chip" Quinn mientras estaba en el laboratorio de Benzer, y finalmente se demostró que codifica componentes de una vía de señalización intracelular que involucra AMP cíclico, proteína quinasa A y un factor de transcripción conocido como CREB. Se demostró que estas moléculas también están involucradas en la plasticidad sináptica en Aplysia y mamíferos.

El Premio Nobel de Fisiología o Medicina de 2017 se otorgó a Jeffrey C. Hall, Michael Rosbash y Michael W. Young por sus trabajos con moscas de la fruta para comprender los "mecanismos moleculares que controlan el ritmo circadiano".

Las moscas macho cantan a las hembras durante el cortejo usando sus alas para generar sonido, y se ha caracterizado parte de la genética del comportamiento sexual. En particular, el gen fruitless tiene varias formas de empalme diferentes, y las moscas macho que expresan formas de empalme femeninas tienen un comportamiento similar al de las hembras y viceversa. Los canales TRP nompC, nanchung e inactivo se expresan en las neuronas del órgano de Johnston sensibles al sonido y participan en la transducción del sonido. La mutación del gen Genderblind, también conocido como CG6070, altera el comportamiento sexual de Drosophila, convirtiendo a las moscas en bisexuales.

Las moscas usan una versión modificada de los filtros Bloom para detectar la novedad de los olores, con características adicionales que incluyen la similitud del olor nuevo con el de ejemplos experimentados anteriormente y el tiempo transcurrido desde la experiencia anterior del mismo olor.

Agresión

Al igual que con la mayoría de los insectos, los comportamientos agresivos entre las moscas macho ocurren comúnmente cuando cortejan a una hembra y cuando compiten por los recursos. Dichos comportamientos a menudo implican levantar las alas y las piernas hacia el oponente y atacar con todo el cuerpo. Por lo tanto, a menudo causa daño en las alas, lo que reduce su estado físico al eliminar su capacidad para volar y aparearse.

Comunicación acústica

Para que ocurra la agresión, las moscas macho producen sonidos para comunicar su intención. Un estudio de 2017 encontró que las canciones que promueven la agresión contienen pulsos que ocurren en intervalos más largos. La secuenciación de ARN de moscas mutantes que mostraban comportamientos demasiado agresivos encontró que más de 50 genes relacionados con la audición (importantes para los potenciales de receptores transitorios, la señalización de Ca2+ y los potenciales de mecanorreceptores) estaban regulados al alza en las neuronas AB ubicadas en el órgano de Johnston. Además, los niveles de agresión se redujeron cuando estos genes fueron eliminados a través de la interferencia de ARN. Esto significa el papel principal de la audición como modalidad sensorial en la comunicación de la agresión.

Señalización de feromonas

Además de la audición, otra modalidad sensorial que regula la agresión es la señalización de feromonas, que opera a través del sistema olfativo o gustativo, según la feromona. Un ejemplo es cVA, una feromona antiafrodisíaca utilizada por los machos para marcar a las hembras después de la cópula y para disuadir a otros machos de aparearse. Esta feromona específica de macho provoca un aumento en la agresión macho-macho cuando es detectada por el sistema gustativo de otro macho. Sin embargo, al insertar una mutación que hace que las moscas no respondan a cVA, no se observaron comportamientos agresivos. Esto muestra cómo existen múltiples modalidades para promover la agresión en las moscas.

Competencia por la comida

Específicamente, cuando compiten por la comida, la agresión se produce en función de la cantidad de comida disponible y es independiente de cualquier interacción social entre los machos. Específicamente, se descubrió que la sacarosa estimula las neuronas receptoras gustativas, lo cual era necesario para estimular la agresión. Sin embargo, una vez que la cantidad de comida supera cierta cantidad, la competencia entre los machos disminuye. Esto posiblemente se deba a una sobreabundancia de recursos alimentarios. A mayor escala, se descubrió que la comida determinaba los límites de un territorio, ya que se observó que las moscas eran más agresivas en el perímetro físico de la comida.

Efecto de la privación del sueño

Sin embargo, como la mayoría de los comportamientos que requieren excitación y vigilia, se descubrió que la agresión se ve afectada por la privación del sueño. Específicamente, esto ocurre a través del deterioro de la señalización de octopamina y dopamina, que son vías importantes para regular la excitación en los insectos. Debido a la reducción de la agresión, se encontró que las moscas macho privadas de sueño estaban en desventaja en el apareamiento en comparación con las moscas normales. Sin embargo, cuando se administraron agonistas de octopamina a estas moscas privadas de sueño, se observó que aumentaban los niveles de agresión y se restablecía posteriormente la aptitud sexual. Por lo tanto, este hallazgo implica la importancia del sueño en la agresión entre moscas macho.

Transgénesis

Ahora es relativamente simple generar moscas transgénicas en Drosophila, basándose en una variedad de técnicas. Un enfoque para insertar genes extraños en el genoma de Drosophila implica elementos P. Los elementos P transponibles, también conocidos como transposones, son segmentos de ADN bacteriano que se transfieren al genoma de la mosca. Las moscas transgénicas ya han contribuido a muchos avances científicos, por ejemplo, modelando enfermedades humanas como el Parkinson, la neoplasia, la obesidad y la diabetes.

Visión

Imágenes estereo del ojo

El ojo compuesto de la mosca de la fruta contiene 760 unidades de ojos u omatidios, y es uno de los insectos más avanzados. Cada omatidio contiene ocho células fotorreceptoras (R1-8), células de soporte, células pigmentarias y una córnea. Las moscas de tipo salvaje tienen células de pigmento rojizo, que sirven para absorber el exceso de luz azul para que la mosca no quede cegada por la luz ambiental. Los genes del color de los ojos regulan el transporte vesicular celular. Las enzimas necesarias para la síntesis de pigmentos se transportan luego al gránulo de pigmento de la célula, que contiene las moléculas precursoras del pigmento.

Cada célula fotorreceptora consta de dos secciones principales, el cuerpo celular y el rabdómero. El cuerpo celular contiene el núcleo, mientras que el rabdómero de 100 μm de largo está formado por pilas de membranas similares a cepillos de dientes llamadas microvellosidades. Cada microvellosidad tiene de 1 a 2 μm de longitud y alrededor de 60 nm de diámetro. La membrana del rabdómero está repleta de alrededor de 100 millones de moléculas de opsina, la proteína visual que absorbe la luz. Las otras proteínas visuales también están muy apretadas en las microvellosidades, dejando poco espacio para el citoplasma.

Opsinas y sensibilidad espectral

El arreglo de las células fotoreceptoras en una ommatidia pálida y amarilla Drosophila melanogaster: La fila superior muestra dos de las seis células fotorreceptoras externas (R1-R6) y las células R7 y R8 internas. La fila inferior muestra las diferentes opsinas (Rh1, Rh3, Rh4, Rh5, y Rh6) que las células expresan. Figura de Sharkey et al. (2020).

Expresión de la opción Rh1 en las células fotoreceptoras R1-R6

El genoma de Drosophila codifica siete opsinas, cinco de las cuales se expresan en los omatidios del ojo. Las células fotorreceptoras R1-R6 expresan la opsina Rh1, que absorbe al máximo la luz azul (alrededor de 480 nm), sin embargo, las células R1-R6 cubren un rango más amplio del espectro que lo que permitiría una opsina debido a un pigmento sensibilizador que agrega dos máximos de sensibilidad. en el rango UV (355 y 370 nm). Las células R7 vienen en dos tipos con rabdómeros amarillos y pálidos (R7y y R7p). Las células R7p pálidas expresan la opsina Rh3, que absorbe al máximo la luz ultravioleta (345 nm). Las células R7p están estrictamente emparejadas con las células R8p que expresan Rh5, que absorbe al máximo la luz violeta (437 nm). La otra, las células amarillas R7y, expresan un pigmento de cribado que absorbe el azul y la opsina Rh4, que absorbe al máximo la luz ultravioleta (375 nm). Las células R7y se combinan estrictamente con las células R8y que expresan Rh6, que absorbe al máximo la luz ultravioleta (508 nm). En un subconjunto de omatidios, tanto las células R7 como las R8 expresan la opsina Rh3.

Sin embargo, estos máximos de absorción de las opsinas se midieron en moscas de ojos blancos sin pigmentos de detección (Rh3-Rh6) o directamente de la opsina aislada (Rh1). Esos pigmentos reducen la luz que llega a las opsinas dependiendo de la longitud de onda. Por lo tanto, en moscas completamente pigmentadas, los máximos de absorción efectivos de las opsinas difieren y, por lo tanto, también difiere la sensibilidad de sus células fotorreceptoras. Con el pigmento de detección, la opsina Rh3 se desplaza en onda corta de 345 nm a 330 nm y Rh4 de 375 nm a 355 nm. Si el pigmento de detección está presente no hace una diferencia práctica para la opsina Rh5 (435 nm y 437 nm), mientras que la opsina R6 tiene un desplazamiento de onda larga de 92 nm de 508 nm a 600 nm.

Además de las opsinas del ojo, Drosophila tiene dos opsinas más: Los ocelos expresan la opsina Rh2, que absorbe al máximo la luz violeta (~420 nm). Y la opsina Rh7, que absorbe al máximo la luz ultravioleta (350 nm) con una cola de longitud de onda inusualmente larga de hasta 500 nm. La cola larga desaparece si se reemplaza una lisina en la posición 90 por ácido glutámico. Este mutante luego absorbe al máximo la luz violeta (450 nm). La opsina Rh7 arrastra con criptocromo el ritmo circadiano de Drosophila al ciclo día-noche en las neuronas marcapasos centrales.

Cada opsina de Drosophila se une al cromóforo carotenoide 11-cis-3-hidroxiretinal a través de una lisina. Esta lisina se conserva en casi todas las opsinas, solo unas pocas opsinas la han perdido durante la evolución. Las opsinas sin él no son sensibles a la luz. En particular, las opsinas Rh1, Rh4 y Rh7 de Drosophila funcionan no solo como fotorreceptores, sino también como quimiorreceptores para el ácido aristolóquico. Estas opsinas todavía tienen la lisina como otras opsinas. Sin embargo, si se reemplaza por una arginina en Rh1, entonces Rh1 pierde sensibilidad a la luz pero aún responde al ácido aristolóquico. Por lo tanto, la lisina no es necesaria para que Rh1 funcione como quimiorreceptor.

Fototransducción

Al igual que en la visión de los vertebrados, la transducción visual en los invertebrados se produce a través de una vía acoplada a la proteína G. Sin embargo, en los vertebrados, la proteína G es la transducina, mientras que la proteína G en los invertebrados es Gq (dgq en Drosophila). Cuando la rodopsina (Rh) absorbe un fotón de luz, su cromóforo, 11-cis-3-hidroxiretinal, se isomeriza a todo-trans-3-hidroxiretinal. Rh sufre un cambio conformacional en su forma activa, metarodopsina. La metarodopsina activa Gq, que a su vez activa una fosfolipasa Cβ (PLCβ) conocida como NorpA.

PLCβ hidroliza el fosfatidilinositol (4,5)-bisfosfato (PIP₂), un fosfolípido que se encuentra en la membrana celular, en trifosfato de inositol soluble (IP₃) y diacilglicerol (DAG), que permanece en la membrana celular. El agotamiento de DAG, un derivado de DAG, o PIP₂ hace que se abra un canal iónico selectivo de calcio conocido como receptor potencial transitorio (TRP) y el calcio y el sodio fluyan hacia la célula. Se cree que IP₃ se une a los receptores IP3 en las cisternas subrabdoméricas, una extensión del retículo endoplásmico, y provoca la liberación de calcio, pero este proceso no parece ser esencial para la visión normal.

El calcio se une a proteínas como la calmodulina (CaM) y una proteína quinasa C (PKC) específica del ojo conocida como InaC. Estas proteínas interactúan con otras proteínas y se ha demostrado que son necesarias para cerrar la respuesta a la luz. Además, las proteínas llamadas arrestinas se unen a la metarodopsina y evitan que active más Gq. Un intercambiador de sodio-calcio conocido como CalX bombea el calcio fuera de la célula. Utiliza el gradiente de entrada de sodio para exportar calcio a una estequiometría de 3 Na⁺/ 1 Ca⁺⁺.

TRP, InaC y PLC forman un complejo de señalización al unirse a una proteína de andamiaje llamada InaD. InaD contiene cinco dominios de unión denominados proteínas de dominio PDZ, que se unen específicamente a los extremos C de las proteínas diana. La interrupción del complejo por mutaciones en los dominios PDZ o en las proteínas diana reduce la eficacia de la señalización. Por ejemplo, la interrupción de la interacción entre InaC, la proteína quinasa C e InaD da como resultado un retraso en la inactivación de la respuesta a la luz.

A diferencia de la metarodopsina de vertebrados, la metarodopsina de invertebrados se puede volver a convertir en rodopsina al absorber un fotón de luz naranja (580 nm).

Alrededor de dos tercios del cerebro de Drosophila se dedica al procesamiento visual. Aunque la resolución espacial de su visión es significativamente peor que la de los humanos, su resolución temporal es alrededor de 10 veces mejor.

Preparación

Drosophila exhibe comportamientos de acicalamiento que se ejecutan de manera predecible. Drosophila constantemente comienza una secuencia de aseo usando sus patas delanteras para limpiar los ojos, luego la cabeza y las antenas. Usando sus patas traseras, Drosophila procede a acicalar su abdomen, y finalmente las alas y el tórax. A lo largo de esta secuencia, Drosophila se frota periódicamente las patas para eliminar el exceso de polvo y los desechos que se acumulan durante el proceso de acicalamiento.

Se ha demostrado que los comportamientos de preparación se ejecutan en una jerarquía de supresión. Esto significa que los comportamientos de preparación que ocurren al comienzo de la secuencia evitan que los que vienen después en la secuencia ocurran simultáneamente, ya que la secuencia de preparación consiste en comportamientos mutuamente excluyentes. Esta jerarquía no evita que Drosophila regrese a los comportamientos de preparación a los que ya se accedió en la secuencia de preparación. Se cree que el orden de los comportamientos de acicalamiento en la jerarquía de supresión está relacionado con la prioridad de limpiar una parte específica del cuerpo. Por ejemplo, es probable que los ojos y las antenas se ejecuten al principio de la secuencia de aseo para evitar que los desechos interfieran con la función de D. órganos sensoriales de melanogaster.

Caminar

Vista superior de una Drosophila caminando (izquierda) con piernas rastreadas con DeepLabCut (derecha)

Al igual que muchos otros insectos hexápodos, Drosophila normalmente camina usando un andar de trípode. Esto significa que tres de las piernas se balancean juntas mientras que las otras tres permanecen estacionarias o en posición. La variabilidad alrededor de la configuración del trípode parece ser continua, lo que significa que las moscas no exhiben transiciones distintas entre diferentes modos de andar. A velocidades de marcha rápidas (15–30 mm/s), la configuración de marcha es principalmente de trípode (3 patas en posición), pero a velocidades de marcha bajas (0–15 mm/s), es más probable que las moscas tengan cuatro o cinco patas. instancia. Estas transiciones pueden ayudar a optimizar la estabilidad estática. Debido a que las moscas son tan pequeñas, las fuerzas de inercia son insignificantes en comparación con las fuerzas elásticas de sus músculos y articulaciones o las fuerzas viscosas del aire circundante.

Además de la estabilidad, también se cree que la robustez de un modo de andar es importante para determinar el modo de andar de una mosca a una determinada velocidad de marcha. La robustez se refiere a la cantidad de desplazamiento en el tiempo de una postura de piernas que se puede tolerar antes de que la mosca se vuelva estáticamente inestable. Por ejemplo, una marcha robusta puede ser particularmente importante cuando se atraviesa un terreno irregular, ya que puede causar interrupciones inesperadas en la coordinación de las piernas. Usar un paso robusto ayudaría a la mosca a mantener la estabilidad en este caso. Los análisis sugieren que Drosophila puede mostrar un compromiso entre la marcha más estable y la más robusta a una velocidad de marcha determinada.

Vuelo

Las moscas vuelan a través de secuencias rectas de movimiento intercaladas por giros rápidos llamados movimientos sacádicos. Durante estos giros, una mosca puede girar 90° en menos de 50 milisegundos.

Las características del vuelo de Drosophila pueden estar dominadas por la viscosidad del aire, más que por la inercia del cuerpo de la mosca, pero puede ocurrir el caso opuesto con la inercia como fuerza dominante. Sin embargo, el trabajo posterior mostró que, si bien los efectos viscosos en el cuerpo del insecto durante el vuelo pueden ser insignificantes, las fuerzas aerodinámicas en las alas en realidad causan que las moscas de la fruta & # 39; vuelve a ser amortiguado viscosamente.

Concepciones erróneas

Drosophila a veces se denomina plaga debido a su tendencia a vivir en asentamientos humanos, donde se encuentran frutos en fermentación. Las moscas pueden acumularse en casas, restaurantes, tiendas y otros lugares. El nombre y el comportamiento de esta especie de mosca ha llevado a la idea errónea de que es un riesgo de seguridad biológica en Australia. Mientras que otras "moscas de la fruta" las especies representan un riesgo, D. melanogaster se siente atraído por la fruta que ya se está pudriendo, en lugar de hacer que la fruta se pudra.