Bicapa lipídica

Esta sección de bicapa de lípido líquido está compuesta enteramente de fosfatilcolina.

Las tres estructuras principales fosfolípidos forman en solución; el liposo (un bilayer cerrado), el micel y el bilayer.

La bicapa lipídica (o bicapa de fosfolípidos) es una membrana polar delgada formada por dos capas de moléculas lipídicas. Estas membranas son láminas planas que forman una barrera continua alrededor de todas las células. Las membranas celulares de casi todos los organismos y muchos virus están hechas de una bicapa lipídica, al igual que la membrana nuclear que rodea el núcleo celular y las membranas de los orgánulos unidos a la membrana en la célula. La bicapa lipídica es la barrera que mantiene los iones, las proteínas y otras moléculas donde se necesitan y evita que se difundan en áreas donde no deberían estar. Las bicapas lipídicas son ideales para esta función, aunque solo tengan unos pocos nanómetros de ancho, porque son impermeables a la mayoría de las moléculas solubles en agua (hidrofílicas). Las bicapas son particularmente impermeables a los iones, lo que permite que las células regulen las concentraciones de sal y el pH al transportar iones a través de sus membranas usando proteínas llamadas bombas de iones.

Las bicapas biológicas suelen estar compuestas por fosfolípidos anfifílicos que tienen una cabeza de fosfato hidrofílico y una cola hidrofóbica que consta de dos cadenas de ácidos grasos. Los fosfolípidos con ciertos grupos de cabeza pueden alterar la química de la superficie de una bicapa y pueden, por ejemplo, servir como señales y como "anclajes". para otras moléculas en las membranas de las células. Al igual que las cabezas, las colas de los lípidos también pueden afectar las propiedades de la membrana, por ejemplo, determinando la fase de la bicapa. La bicapa puede adoptar un estado de fase de gel sólido a temperaturas más bajas pero experimentar una transición de fase a un estado fluido a temperaturas más altas, y las propiedades químicas de los lípidos & # 39; las colas influyen a qué temperatura sucede esto. El empaquetamiento de lípidos dentro de la bicapa también afecta sus propiedades mecánicas, incluida su resistencia al estiramiento y la flexión. Muchas de estas propiedades se han estudiado con el uso de "modelos" artificiales. bicapas producidas en un laboratorio. Las vesículas hechas por bicapas modelo también se han utilizado clínicamente para administrar fármacos.

La estructura de las membranas biológicas normalmente incluye varios tipos de moléculas además de los fosfolípidos que componen la bicapa. Un ejemplo particularmente importante en las células animales es el colesterol, que ayuda a fortalecer la bicapa y disminuir su permeabilidad. El colesterol también ayuda a regular la actividad de ciertas proteínas integrales de membrana. Las proteínas integrales de membrana funcionan cuando se incorporan a una bicapa lipídica, y se sujetan firmemente a la bicapa lipídica con la ayuda de una cubierta lipídica anular. Debido a que las bicapas definen los límites de la célula y sus compartimentos, estas proteínas de membrana están involucradas en muchos procesos de señalización intra e intercelular. Ciertos tipos de proteínas de membrana están involucradas en el proceso de fusión de dos bicapas. Esta fusión permite la unión de dos estructuras distintas como en la reacción del acrosoma durante la fertilización de un óvulo por un espermatozoide, o la entrada de un virus en una célula. Debido a que las bicapas lipídicas son frágiles e invisibles en un microscopio tradicional, es un desafío estudiarlas. Los experimentos en bicapas a menudo requieren técnicas avanzadas como microscopía electrónica y microscopía de fuerza atómica.

Estructura y organización

Cuando los fosfolípidos se exponen al agua, se autoensamblan en una hoja de dos capas con las colas hidrofóbicas apuntando hacia el centro de la hoja. Esta disposición da como resultado dos "folletos" que son cada uno una sola capa molecular. El centro de esta bicapa casi no contiene agua y excluye moléculas como azúcares o sales que se disuelven en agua. El proceso de ensamblaje está impulsado por interacciones entre moléculas hidrofóbicas (también llamado efecto hidrofóbico). Un aumento en las interacciones entre las moléculas hidrofóbicas (que provocan la agrupación de regiones hidrofóbicas) permite que las moléculas de agua se unan más libremente entre sí, lo que aumenta la entropía del sistema. Este proceso complejo incluye interacciones no covalentes como las fuerzas de van der Waals, enlaces electrostáticos y de hidrógeno.

Análisis de sección transversal

Perfil esquemático de sección transversal de una típica bicapa de lípidos. Hay tres regiones distintas: los grupos de cabeza totalmente hidratados, el núcleo de alcalina totalmente deshidratado y una región intermedia corta con hidratación parcial. Aunque los grupos principales son neutrales, tienen momentos dipoles significativos que influyen en el arreglo molecular.

La bicapa lipídica es muy delgada en comparación con sus dimensiones laterales. Si una célula de mamífero típica (diámetro ~10 micrómetros) se magnificara al tamaño de una sandía (~1 pie/30 cm), la bicapa lipídica que forma la membrana plasmática sería tan gruesa como una hoja de papel de oficina. A pesar de tener solo unos pocos nanómetros de espesor, la bicapa se compone de varias regiones químicas distintas a lo largo de su sección transversal. Estas regiones y sus interacciones con el agua circundante se han caracterizado durante las últimas décadas con técnicas de reflectometría de rayos X, dispersión de neutrones y resonancia magnética nuclear.

La primera región a cada lado de la bicapa es el grupo de cabeza hidrofílico. Esta porción de la membrana está completamente hidratada y, por lo general, tiene un grosor de alrededor de 0,8-0,9 nm. En las bicapas de fosfolípidos, el grupo fosfato se encuentra dentro de esta región hidratada, aproximadamente 0,5 nm fuera del núcleo hidrofóbico. En algunos casos, la región hidratada puede extenderse mucho más, por ejemplo, en lípidos con una proteína grande o una cadena de azúcar larga injertada en la cabeza. Un ejemplo común de tal modificación en la naturaleza es la capa de lipopolisacárido en una membrana externa bacteriana, que ayuda a retener una capa de agua alrededor de la bacteria para evitar la deshidratación.

Imagen TEM de una bacteria. La apariencia de piel en el exterior se debe a un abrigo de azúcares de cadena larga adheridos a la membrana celular. Este recubrimiento ayuda a atrapar agua para evitar que la bacteria se deshidrate.

Junto a la región hidratada hay una región intermedia que solo está parcialmente hidratada. Esta capa límite tiene un grosor de aproximadamente 0,3 nm. Dentro de esta corta distancia, la concentración de agua cae de 2M en el lado del grupo de cabeza a casi cero en el lado de la cola (núcleo). El núcleo hidrófobo de la bicapa suele tener un grosor de 3-4 nm, pero este valor varía según la longitud de la cadena y la química. El grosor del núcleo también varía significativamente con la temperatura, en particular cerca de una transición de fase.

Asimetría

En muchas bicapas naturales, las composiciones de las membranas interna y externa son diferentes. En los glóbulos rojos humanos, la valva interna (citoplasmática) está compuesta principalmente de fosfatidiletanolamina, fosfatidilserina y fosfatidilinositol y sus derivados fosforilados. Por el contrario, la hoja externa (extracelular) se basa en fosfatidilcolina, esfingomielina y una variedad de glicolípidos. En algunos casos, esta asimetría se basa en dónde se producen los lípidos en la célula y refleja su orientación inicial. Las funciones biológicas de la asimetría de lípidos no se conocen bien, aunque está claro que se utiliza en varias situaciones diferentes. Por ejemplo, cuando una célula sufre apoptosis, la fosfatidilserina, normalmente localizada en la hoja citoplásmica, se transfiere a la superficie exterior: allí, un macrófago la reconoce y luego elimina activamente la célula moribunda.

La asimetría de lípidos surge, al menos en parte, del hecho de que la mayoría de los fosfolípidos se sintetizan y se insertan inicialmente en la monocapa interna: aquellos que constituyen la monocapa externa luego son transportados desde la monocapa interna por una clase de enzimas llamadas flipasas. Otros lípidos, como la esfingomielina, parecen sintetizarse en la valva externa. Las flipasas son miembros de una familia más grande de moléculas de transporte de lípidos que también incluye floppasas, que transfieren lípidos en la dirección opuesta, y scramblasas, que aleatorizan la distribución de lípidos a través de las bicapas lipídicas (como en las células apoptóticas). En cualquier caso, una vez que se establece la asimetría de lípidos, normalmente no se disipa rápidamente porque el cambio espontáneo de lípidos entre folíolos es extremadamente lento.

Es posible imitar esta asimetría en el laboratorio en modelos de sistemas bicapa. Ciertos tipos de vesículas artificiales muy pequeñas se volverán automáticamente ligeramente asimétricas, aunque el mecanismo por el cual se genera esta asimetría es muy diferente al de las células. Al utilizar dos monocapas diferentes en la deposición de Langmuir-Blodgett o una combinación de Langmuir-Blodgett y la deposición de ruptura de vesículas, también es posible sintetizar una bicapa plana asimétrica. Esta asimetría puede perderse con el tiempo, ya que los lípidos en las bicapas soportadas pueden ser propensos a cambiar. Sin embargo, se ha informado que el flip-flop de lípidos es lento en comparación con el colesterol y otras moléculas más pequeñas.

Se ha informado que la organización y la dinámica de las monocapas lipídicas en una bicapa están acopladas. Por ejemplo, la introducción de obstrucciones en una monocapa puede ralentizar la difusión lateral en ambas monocapas. Además, la separación de fases en una monocapa también puede inducir la separación de fases en otra monocapa incluso cuando otra monocapa no puede separarse en fase por sí misma.

Fases y transiciones de fase

Diagrama mostrando el efecto de los lípidos insaturados en un bilayer. Los lípidos con cola insaturada (azul) interrumpen el embalaje de aquellos con colas saturadas (negro). El bicapa resultante tiene más espacio libre y es, como consecuencia, más permeable al agua y otras moléculas pequeñas.

A una temperatura dada, una bicapa lipídica puede existir en una fase líquida o de gel (sólida). Todos los lípidos tienen una temperatura característica a la que pasan (se funden) de la fase de gel a la líquida. En ambas fases, se evita que las moléculas de lípidos se desplacen a través de la bicapa, pero en las bicapas de fase líquida, un lípido dado intercambiará ubicaciones con su vecino millones de veces por segundo. Este intercambio aleatorio permite que los lípidos se difundan y, por lo tanto, deambulen por la superficie de la membrana. A diferencia de las bicapas en fase líquida, los lípidos en una bicapa en fase gel tienen menos movilidad.

El comportamiento de fase de las bicapas lipídicas está determinado en gran medida por la fuerza de las atractivas interacciones de Van der Waals entre moléculas lipídicas adyacentes. Los lípidos de cola más larga tienen más área sobre la cual interactuar, aumentando la fuerza de esta interacción y, como consecuencia, disminuyendo la movilidad de los lípidos. Por lo tanto, a una temperatura dada, un lípido de cola corta será más fluido que un lípido de cola larga por lo demás idéntico. La temperatura de transición también puede verse afectada por el grado de insaturación de las colas lipídicas. Un doble enlace insaturado puede producir una torcedura en la cadena del alcano, interrumpiendo el empaquetamiento de lípidos. Esta interrupción crea espacio libre extra dentro de la bicapa que permite flexibilidad adicional en las cadenas adyacentes. Un ejemplo de este efecto se puede observar en la vida cotidiana, ya que la mantequilla, que tiene un gran porcentaje de grasas saturadas, es sólida a temperatura ambiente, mientras que el aceite vegetal, que en su mayoría es insaturado, es líquido.

La mayoría de las membranas naturales son una mezcla compleja de diferentes moléculas lipídicas. Si algunos de los componentes son líquidos a una temperatura determinada mientras que otros están en fase de gel, las dos fases pueden coexistir en regiones espacialmente separadas, como un iceberg flotando en el océano. Esta separación de fases juega un papel crítico en los fenómenos bioquímicos porque los componentes de la membrana, como las proteínas, pueden dividirse en una u otra fase y, por lo tanto, concentrarse o activarse localmente. Un componente particularmente importante de muchos sistemas de fase mixta es el colesterol, que modula la permeabilidad de la bicapa, la resistencia mecánica y las interacciones bioquímicas.

Química de superficies

Si bien las colas de lípidos modulan principalmente el comportamiento de la fase bicapa, es el grupo de cabeza el que determina la química de la superficie bicapa. La mayoría de las bicapas naturales se componen principalmente de fosfolípidos, pero los esfingolípidos y los esteroles como el colesterol también son componentes importantes. De los fosfolípidos, el grupo principal más común es la fosfatidilcolina (PC), que representa aproximadamente la mitad de los fosfolípidos en la mayoría de las células de mamíferos. PC es un grupo de cabeza zwitteriónico, ya que tiene una carga negativa en el grupo fosfato y una carga positiva en la amina pero, debido a que estas cargas locales se equilibran, no tiene carga neta.

Otros grupos principales también están presentes en diversos grados y pueden incluir fosfatidilserina (PS), fosfatidiletanolamina (PE) y fosfatidilglicerol (PG). Estos grupos principales alternativos a menudo confieren una funcionalidad biológica específica que depende en gran medida del contexto. Por ejemplo, la presencia de PS en la cara de la membrana extracelular de los eritrocitos es un marcador de la apoptosis celular, mientras que la presencia de PS en las vesículas de la placa de crecimiento es necesaria para la nucleación de cristales de hidroxiapatita y la subsiguiente mineralización ósea. A diferencia de PC, algunos de los otros grupos de cabeza llevan una carga neta, que puede alterar las interacciones electrostáticas de las moléculas pequeñas con la bicapa.

Roles biológicos

Contención y separación

La función principal de la bicapa lipídica en biología es separar los compartimentos acuosos de su entorno. Sin alguna forma de barrera que delinee el "yo" del "no-yo", es difícil incluso definir el concepto de un organismo o de la vida. Esta barrera adopta la forma de una bicapa lipídica en todas las formas de vida conocidas excepto en unas pocas especies de arqueas que utilizan una monocapa lipídica especialmente adaptada. Incluso se ha propuesto que la primera forma de vida pudo haber sido una simple vesícula lipídica con prácticamente su única capacidad biosintética siendo la producción de más fosfolípidos. La capacidad de partición de la bicapa lipídica se basa en el hecho de que las moléculas hidrofílicas no pueden cruzar fácilmente el núcleo de la bicapa hidrofóbica, como se analiza en Transporte a través de la bicapa a continuación. El núcleo, las mitocondrias y los cloroplastos tienen dos bicapas lipídicas, mientras que otras estructuras subcelulares están rodeadas por una sola bicapa lipídica (como la membrana plasmática, la retícula endoplásmica, el aparato de Golgi y los lisosomas). Véase Organelo.

Los procariotas solo tienen una bicapa lipídica: la membrana celular (también conocida como membrana plasmática). Muchos procariotas también tienen una pared celular, pero la pared celular está compuesta de proteínas o carbohidratos de cadena larga, no de lípidos. Por el contrario, los eucariotas tienen una variedad de orgánulos que incluyen el núcleo, las mitocondrias, los lisosomas y el retículo endoplásmico. Todos estos compartimentos subcelulares están rodeados por una o más bicapas lipídicas y, en conjunto, normalmente comprenden la mayor parte del área de la bicapa presente en la célula. En los hepatocitos hepáticos, por ejemplo, la membrana plasmática representa sólo el dos por ciento del área total de la bicapa de la célula, mientras que el retículo endoplásmico contiene más del cincuenta por ciento y las mitocondrias otro treinta por ciento.

Ilustración de una proteína de señalización GPCR. En respuesta a una molécula como una hormona vinculante para el dominio exterior (azul) el GPCR cambia de forma y cataliza una reacción química en el dominio interior (rojo). La característica gris es el bilayer circundante.

Señalización

La forma más familiar de señalización celular es probablemente la transmisión sináptica, mediante la cual un impulso nervioso que ha llegado al final de una neurona se transmite a una neurona adyacente a través de la liberación de neurotransmisores. Esta transmisión es posible por la acción de vesículas sinápticas que, en el interior de la célula, se cargan con los neurotransmisores para ser liberados posteriormente. Estas vesículas cargadas se fusionan con la membrana celular en la terminal presináptica y su contenido se libera al espacio exterior de la célula. Luego, el contenido se difunde a través de la sinapsis hasta el terminal postsináptico.

Las bicapas lipídicas también están involucradas en la transducción de señales a través de su función como hogar de las proteínas integrales de membrana. Esta es una clase de biomolécula extremadamente amplia e importante. Se estima que hasta un tercio del proteoma humano son proteínas de membrana. Algunas de estas proteínas están unidas al exterior de la membrana celular. Un ejemplo de esto es la proteína CD59, que identifica a las células como “propias” y, por lo tanto, inhibe su destrucción por parte del sistema inmunitario. El virus del VIH evade el sistema inmunitario en parte al injertar estas proteínas de la membrana del huésped en su propia superficie. Alternativamente, algunas proteínas de membrana penetran completamente a través de la bicapa y sirven para transmitir eventos de señales individuales desde el exterior hacia el interior de la célula. La clase más común de este tipo de proteína es el receptor acoplado a proteína G (GPCR). Los GPCR son responsables de gran parte de la capacidad de la célula para detectar su entorno y, debido a esta importante función, aproximadamente el 40 % de todos los medicamentos modernos están dirigidos a los GPCR.

Además de los procesos mediados por proteínas y soluciones, también es posible que las bicapas lipídicas participen directamente en la señalización. Un ejemplo clásico de esto es la fagocitosis desencadenada por fosfatidilserina. Normalmente, la fosfatidilserina se distribuye asimétricamente en la membrana celular y está presente solo en el lado interior. Durante la muerte celular programada, una proteína llamada scramblasa equilibra esta distribución, mostrando fosfatidilserina en la cara de la bicapa extracelular. La presencia de fosfatidilserina desencadena la fagocitosis para eliminar las células muertas o moribundas.

Métodos de caracterización

Microscopio electrónico de transmisión (TEM) imagen de una vesícula lípido. Las dos bandas oscuras alrededor del borde son las dos hojas del bilayer. Históricamente, imágenes similares confirman que la membrana celular es un bilayer

La bicapa lipídica es una estructura muy difícil de estudiar porque es muy delgada y frágil. A pesar de estas limitaciones, en los últimos setenta años se han desarrollado decenas de técnicas que permiten investigar su estructura y función.

Medidas eléctricas

Las mediciones eléctricas son una forma sencilla de caracterizar una función importante de una bicapa: su capacidad para segregar y evitar el flujo de iones en solución. Al aplicar un voltaje a través de la bicapa y medir la corriente resultante, se determina la resistencia de la bicapa. Esta resistencia suele ser bastante alta (10⁸ Ohm-cm² o más) ya que el núcleo hidrofóbico es impermeable a las especies cargadas. La presencia de incluso unos pocos agujeros a escala nanométrica da como resultado un aumento dramático en la corriente. La sensibilidad de este sistema es tal que incluso se puede resolver la actividad de canales iónicos individuales.

Microscopía de fluorescencia

Los glóbulos rojos humanos se ven a través de un microscopio de fluorescencia. La membrana celular ha sido manchada con un tinte fluorescente. La barra de escala es de 20μm.

Una bicapa lipídica no se puede ver con un microscopio tradicional porque es demasiado delgada, por lo que los investigadores a menudo usan microscopía de fluorescencia. Una muestra se excita con una longitud de onda de luz y se observa en otra, de modo que solo se verán moléculas fluorescentes con un perfil de excitación y emisión coincidente.

Una bicapa lipídica natural no es fluorescente, por lo que se debe unir al menos un tinte fluorescente a algunas de las moléculas de la bicapa. La resolución generalmente se limita a unos pocos cientos de nanómetros, que desafortunadamente es mucho más grande que el grosor de una bicapa lipídica.

Microscopía electrónica

La microscopía electrónica ofrece una imagen de mayor resolución. En un microscopio electrónico, un haz de electrones enfocados interactúa con la muestra en lugar de un haz de luz como en la microscopía tradicional. Junto con las técnicas de congelación rápida, la microscopía electrónica también se ha utilizado para estudiar los mecanismos de transporte intercelular e intracelular, por ejemplo, para demostrar que las vesículas exocitóticas son el medio de liberación química en las sinapsis.

Espectroscopia de resonancia magnética nuclear

³¹P-NMR (resonancia magnética nuclear) se usa ampliamente para estudios de bicapas de fosfolípidos y membranas biológicas en condiciones nativas. El análisis de los espectros de ³¹P-NMR de los lípidos podría proporcionar una amplia gama de información sobre el empaquetamiento de la bicapa lipídica, las transiciones de fase (fase de gel, fase fisiológica de cristal líquido, fases onduladas, fases no bicapa), cabeza lipídica orientación/dinámica de grupos y propiedades elásticas de la bicapa lipídica pura y como resultado de la unión de proteínas y otras biomoléculas.

Microscopía de fuerza atómica

3d-Adapted AFM images showing formation of transmembrane pores (holes) in supported lipid bilayer

Ilustración de un típico escaneo AFM de un lípido compatible. Los fosos son defectos en la bicapa, exponiendo la superficie lisa del sustrato debajo.

Un nuevo método para estudiar las bicapas lipídicas es la microscopía de fuerza atómica (AFM). En lugar de utilizar un haz de luz o partículas, una punta afilada muy pequeña escanea la superficie haciendo contacto físico con la bicapa y moviéndose a través de ella, como la aguja de un tocadiscos. AFM es una técnica prometedora porque tiene el potencial de generar imágenes con resolución nanométrica a temperatura ambiente e incluso bajo agua o tampón fisiológico, condiciones necesarias para el comportamiento bicapa natural. Utilizando esta capacidad, AFM se ha utilizado para examinar el comportamiento dinámico de la bicapa, incluida la formación de poros transmembrana (agujeros) y transiciones de fase en bicapas compatibles. Otra ventaja es que AFM no requiere etiquetado fluorescente o isotópico de los lípidos, ya que la punta de la sonda interactúa mecánicamente con la superficie bicapa. Debido a esto, el mismo escaneo puede generar imágenes tanto de lípidos como de proteínas asociadas, a veces incluso con una resolución de molécula única. AFM también puede investigar la naturaleza mecánica de las bicapas lipídicas.

Interferometría de doble polarización

Las bicapas lipídicas exhiben altos niveles de birrefringencia donde el índice de refracción en el plano de la bicapa difiere del perpendicular hasta en 0,1 unidades de índice de refracción. Esto se ha utilizado para caracterizar el grado de orden y la interrupción en las bicapas utilizando interferometría de polarización dual para comprender los mecanismos de interacción de proteínas.

Cálculos químicos cuánticos

Las bicapas lipídicas son sistemas moleculares complicados con muchos grados de libertad. Por lo tanto, la simulación atomística de la membrana y, en particular, los cálculos ab initio de sus propiedades es difícil y computacionalmente costoso. Recientemente se han realizado con éxito cálculos químicos cuánticos para estimar los momentos dipolares y cuadripolares de las membranas lipídicas.

Transporte a través de la bicapa

Difusión pasiva

La mayoría de las moléculas polares tienen una baja solubilidad en el núcleo de hidrocarburo de una bicapa lipídica y, como consecuencia, tienen coeficientes de permeabilidad bajos en la bicapa. Este efecto es particularmente pronunciado para las especies cargadas, que tienen coeficientes de permeabilidad aún más bajos que las moléculas polares neutras. Los aniones suelen tener una mayor velocidad de difusión a través de las bicapas que los cationes. En comparación con los iones, las moléculas de agua en realidad tienen una permeabilidad relativamente grande a través de la bicapa, como lo demuestra el hinchamiento osmótico. Cuando una célula o vesícula con una alta concentración de sal en el interior se coloca en una solución con una baja concentración de sal, se hinchará y finalmente estallará. Tal resultado no se observaría a menos que el agua pudiera pasar a través de la bicapa con relativa facilidad. La permeabilidad anómalamente grande del agua a través de las bicapas aún no se comprende por completo y continúa siendo objeto de un debate activo. Pequeñas moléculas apolares sin carga se difunden a través de las bicapas lipídicas muchos órdenes de magnitud más rápido que los iones o el agua. Esto se aplica tanto a las grasas como a los disolventes orgánicos como el cloroformo y el éter. Independientemente de su carácter polar, las moléculas más grandes difunden más lentamente a través de las bicapas lipídicas que las moléculas pequeñas.

Estructura de un canal de iones de potasio. Los cálices alfa penetran en el bilayer (botones indicados por líneas rojas y azules), abriendo un agujero a través del cual los iones potasio pueden fluir

Bombas y canales de iones

Dos clases especiales de proteínas se ocupan de los gradientes iónicos que se encuentran a través de las membranas celulares y subcelulares en la naturaleza: los canales iónicos y las bombas iónicas. Tanto las bombas como los canales son proteínas de membrana integrales que pasan a través de la bicapa, pero sus funciones son bastante diferentes. Las bombas de iones son las proteínas que construyen y mantienen los gradientes químicos al utilizar una fuente de energía externa para mover iones contra el gradiente de concentración a un área de mayor potencial químico. La fuente de energía puede ser ATP, como es el caso de la Na+-K+ ATPasa. Alternativamente, la fuente de energía puede ser otro gradiente químico ya existente, como en el antiportador Ca2+/Na+. Es a través de la acción de las bombas de iones que las células pueden regular el pH mediante el bombeo de protones.

A diferencia de las bombas de iones, los canales de iones no generan gradientes químicos, sino que los disipan para realizar un trabajo o enviar una señal. Probablemente el ejemplo más familiar y mejor estudiado es el canal de Na+ dependiente de voltaje, que permite la conducción de un potencial de acción a lo largo de las neuronas. Todas las bombas de iones tienen algún tipo de disparador o mecanismo de "compuerta". En el ejemplo anterior, era un sesgo eléctrico, pero se pueden activar otros canales uniendo un agonista molecular o mediante un cambio conformacional en otra proteína cercana.

Ilustración esquemática de la pinocitosis, un tipo de endocitosis

Endocitosis y exocitosis

Algunas moléculas o partículas son demasiado grandes o demasiado hidrofílicas para atravesar una bicapa lipídica. Otras moléculas podrían pasar a través de la bicapa, pero deben transportarse rápidamente en cantidades tan grandes que el transporte de tipo canal no es práctico. En ambos casos, estos tipos de carga se pueden mover a través de la membrana celular mediante la fusión o la gemación de vesículas. Cuando se produce una vesícula en el interior de la célula y se fusiona con la membrana plasmática para liberar su contenido al espacio extracelular, este proceso se conoce como exocitosis. En el proceso inverso, una región de la membrana celular formará hoyuelos hacia adentro y eventualmente se desprenderá, encerrando una porción del líquido extracelular para transportarlo al interior de la célula. La endocitosis y la exocitosis dependen de una maquinaria molecular muy diferente para funcionar, pero los dos procesos están íntimamente relacionados y no podrían funcionar el uno sin el otro. El mecanismo principal de esta interdependencia es la gran cantidad de material lipídico involucrado. En una célula típica, un área de bicapa equivalente a toda la membrana plasmática viajará a través del ciclo de endocitosis/exocitosis en aproximadamente media hora. Si estos dos procesos no se equilibraran entre sí, la célula se inflaría hasta alcanzar un tamaño inmanejable o agotaría por completo su membrana plasmática en poco tiempo.

Exocitosis de vesículas de membrana externa (VM) liberadas de bolsillos periplasmáticos inflados (p) en la superficie de los humanos Salmonella 3,10:r:- patógenos en la membrana plasmática de las células macrofágenas (M) en el hilero de pollo, para la señalización de host-patógeno in vivo.

Exocitosis en procariotas: La exocitosis vesicular de membrana, conocida popularmente como tráfico de vesículas de membrana, un proceso ganador del premio Nobel (año 2013), se considera tradicionalmente como una prerrogativa de las células eucariotas. Sin embargo, este mito se rompió con la revelación de que las nanovesículas, conocidas popularmente como vesículas de la membrana externa bacteriana, liberadas por microbios gramnegativos, translocan moléculas de señal bacterianas a las células huésped o diana para llevar a cabo múltiples procesos a favor de el microbio secretor, por ejemplo, en la invasión de células huésped y en las interacciones microbio-ambiente, en general.

Electroporación

La electroporación es el rápido aumento de la permeabilidad de la bicapa inducido por la aplicación de un gran campo eléctrico artificial a través de la membrana. Experimentalmente, la electroporación se usa para introducir moléculas hidrofílicas en las células. Es una técnica particularmente útil para moléculas grandes altamente cargadas como el ADN, que nunca se difundirían pasivamente a través del núcleo de la bicapa hidrofóbica. Debido a esto, la electroporación es uno de los métodos clave de transfección y transformación bacteriana. Incluso se ha propuesto que la electroporación resultante de la caída de un rayo podría ser un mecanismo de transferencia génica horizontal natural.

Este aumento de la permeabilidad afecta principalmente al transporte de iones y otras especies hidratadas, lo que indica que el mecanismo es la creación de agujeros llenos de agua a escala nm en la membrana. Aunque tanto la electroporación como la ruptura dieléctrica resultan de la aplicación de un campo eléctrico, los mecanismos involucrados son fundamentalmente diferentes. En la ruptura dieléctrica, el material de la barrera se ioniza, creando una vía conductora. La alteración material es, pues, de naturaleza química. Por el contrario, durante la electroporación, las moléculas de lípidos no se alteran químicamente, sino que simplemente cambian de posición, abriendo un poro que actúa como vía conductora a través de la bicapa cuando se llena de agua.

Mecánica

Esquemática mostrando dos posibles conformaciones de los lípidos en el borde de un poro. En la imagen superior los lípidos no han reorganizado, por lo que la pared poro es hidrofóbica. En la imagen inferior algunas de las cabezas de lípidos han doblado, por lo que la pared poro es hidrofílica.

Los bicapas Lipid son estructuras suficientemente grandes para tener algunas de las propiedades mecánicas de líquidos o sólidos. El módulo de compresión del área K_a, módulo de flexión K_b, y energía del borde ${displaystyle Lambda }$, se puede utilizar para describirlos. Los lípidos sólidos también tienen un módulo de corteza, pero como cualquier líquido, el módulo de corte es cero para los líquidos. Estas propiedades mecánicas afectan cómo funciona la membrana. K_a y K_b afectan la capacidad de proteínas y pequeñas moléculas para insertar en el bilayer, y las propiedades mecánicas de bilayer han demostrado alterar la función de canales de iones activados mecánicamente. Las propiedades mecánicas de Bilayer también rigen qué tipos de estrés puede soportar una célula sin desgarrar. Aunque los bicapas lípidos pueden doblarse fácilmente, la mayoría no puede estirarse más de un pocos por ciento antes de la ruptura.

Como se discutió en la sección Estructura y organización, la atracción hidrofóbica de las colas lipídicas en el agua es la fuerza principal que mantiene unidas las bicapas lipídicas. Por lo tanto, el módulo elástico de la bicapa está determinado principalmente por la cantidad de área adicional que se expone al agua cuando las moléculas de lípidos se separan. Dada esta comprensión de las fuerzas involucradas, no es sorprendente que los estudios hayan demostrado que K_a varía fuertemente con la presión osmótica pero solo débilmente con la longitud de la cola y la insaturación. Debido a que las fuerzas involucradas son tan pequeñas, es difícil determinar experimentalmente K_a. La mayoría de las técnicas requieren una microscopía sofisticada y un equipo de medición muy sensible.

En contraste con K_a, que es una medida de cuánta energía se necesita para estirar la bicapa, K_b es una medida de cuánta energía se necesita para doblar o flexionar la bicapa. Formalmente, el módulo de flexión se define como la energía requerida para deformar una membrana desde su curvatura intrínseca a alguna otra curvatura. La curvatura intrínseca se define por la relación entre el diámetro del grupo de la cabeza y el del grupo de la cola. Para los lípidos PC de dos colas, esta relación es casi uno, por lo que la curvatura intrínseca es casi cero. Si un lípido en particular tiene una desviación demasiado grande de la curvatura intrínseca cero, no formará una bicapa y, en cambio, formará otras fases, como micelas o micelas invertidas. La adición de moléculas hidrofílicas pequeñas como sacarosa en liposomas lamelares de lípidos mixtos hechos de membranas de tilacoides ricas en galactolípidos desestabiliza las bicapas en micellas fase. Por lo general, K_b no se mide experimentalmente, sino que se calcula a partir de mediciones de K_a y el espesor de la bicapa, ya que los tres parámetros están relacionados.

${displaystyle Lambda }$ es una medida de la cantidad de energía que se necesita para exponer un borde de bicapa al agua rompiendo el bilayer o creando un agujero en él. El origen de esta energía es el hecho de que la creación de tal interfaz expone algunas de las colas de lípidos al agua, pero se desconoce la orientación exacta de estos lípidos fronterizos. Hay algunas evidencias de que los poros hidrofóbicos (de cola recta) e hidrofílicos (cabezas curvadas alrededor) pueden coexistir.

Fusión

Ilustración de vesículas lipídicas fusing mostrando dos posibles resultados: hemifusión y fusión completa. En la hemifusión, sólo se mezclan las hojas de bicapa externas. En fusión completa tanto los folletos como la mezcla de contenidos internos.

La fusión es el proceso por el cual dos bicapas lipídicas se fusionan, dando como resultado una estructura conectada. Si esta fusión se lleva a cabo completamente a través de ambas valvas de ambas bicapas, se forma un puente lleno de agua y las soluciones contenidas en las bicapas pueden mezclarse. Alternativamente, si solo una hoja de cada bicapa está involucrada en el proceso de fusión, se dice que las bicapas están hemifusionadas. La fusión está involucrada en muchos procesos celulares, en particular en eucariotas, ya que la célula eucariota está ampliamente subdividida por membranas de bicapa lipídica. La exocitosis, la fertilización de un óvulo por activación del espermatozoide y el transporte de productos de desecho al lisozoma son algunos de los muchos procesos eucariotas que dependen de alguna forma de fusión. Incluso la entrada de patógenos puede estar gobernada por fusión, ya que muchos virus recubiertos de bicapa tienen proteínas de fusión dedicadas para ingresar a la célula huésped.

Hay cuatro pasos fundamentales en el proceso de fusión. Primero, las membranas involucradas deben agregarse, acercándose entre sí dentro de varios nanómetros. En segundo lugar, las dos bicapas deben entrar en contacto muy estrecho (dentro de unos pocos angstroms). Para lograr este contacto cercano, las dos superficies deben deshidratarse al menos parcialmente, ya que el agua superficial unida normalmente presente hace que las bicapas se repelan fuertemente. La presencia de iones, en particular cationes divalentes como magnesio y calcio, afecta fuertemente este paso. Uno de los roles críticos del calcio en el cuerpo es regular la fusión de membranas. En tercer lugar, debe formarse una desestabilización en un punto entre las dos bicapas, distorsionando localmente sus estructuras. La naturaleza exacta de esta distorsión no se conoce. Una teoría es que un "tallo" muy curvado; debe formarse entre las dos bicapas. Los defensores de esta teoría creen que explica por qué la fosfatidiletanolamina, un lípido muy curvo, promueve la fusión. Finalmente, en el último paso de la fusión, este defecto puntual crece y los componentes de las dos bicapas se mezclan y difunden lejos del sitio de contacto.

Ilustración esquemática del proceso de fusión a través de la formación de tallos.

Diagrama de la acción de las proteínas SNARE acoplando una vesícula para la exocitosis. Las versiones complementarias de la proteína en la vesícula y la membrana objetivo se unen y envuelven entre sí, haciendo que los dos bicapas se cierren juntos en el proceso.

La situación se complica aún más cuando se considera la fusión in vivo ya que la fusión biológica casi siempre está regulada por la acción de proteínas asociadas a la membrana. Las primeras de estas proteínas en ser estudiadas fueron las proteínas de fusión viral, que permiten que un virus envuelto inserte su material genético en la célula huésped (los virus envueltos son aquellos rodeados por una bicapa lipídica; algunos otros tienen solo una cubierta de proteína). Las células eucariotas también utilizan proteínas de fusión, de las cuales las mejor estudiadas son las SNARE. Las proteínas SNARE se utilizan para dirigir todo el tráfico intracelular vesicular. A pesar de años de estudio, todavía se desconoce mucho sobre la función de esta clase de proteínas. De hecho, todavía hay un debate activo sobre si las SNARE están vinculadas al acoplamiento temprano o participan más tarde en el proceso de fusión al facilitar la hemifusión.

En estudios de biología molecular y celular, a menudo es deseable inducir la fusión artificialmente. La adición de polietilenglicol (PEG) provoca la fusión sin agregación significativa ni alteración bioquímica. Este procedimiento ahora se usa ampliamente, por ejemplo fusionando células B con células de mieloma. El "hibridoma" resultante de esta combinación expresa un anticuerpo deseado según lo determinado por la célula B involucrada, pero se inmortaliza debido al componente de melanoma. La fusión también se puede inducir artificialmente mediante electroporación en un proceso conocido como electrofusión. Se cree que este fenómeno resulta de los bordes energéticamente activos formados durante la electroporación, que pueden actuar como el punto de defecto local para nuclear el crecimiento del tallo entre dos bicapas.

Sistemas modelo

Las bicapas lipídicas se pueden crear artificialmente en el laboratorio para permitir que los investigadores realicen experimentos que no se pueden realizar con bicapas naturales. También se pueden utilizar en el campo de la Biología Sintética, para definir los límites de las células artificiales. Estos sistemas sintéticos se denominan bicapas lipídicas modelo. Hay muchos tipos diferentes de bicapas modelo, cada uno con ventajas y desventajas experimentales. Se pueden hacer con lípidos sintéticos o naturales. Entre los sistemas modelo más comunes se encuentran:

• Mantillas lipídicas negras (BLM)
• Bicapas de lípido compatibles (SLB)
• Tethered Bilayer Lipid Membranes (t-BLM)
• Vesicles
• Bilayers de la interfaz de goteo (DIB)

Aplicaciones comerciales

Hasta la fecha, la aplicación comercial más exitosa de las bicapas lipídicas ha sido el uso de liposomas para la administración de fármacos, especialmente para el tratamiento del cáncer. (Nota: el término "liposoma" es en esencia sinónimo de "vesícula", excepto que vesícula es un término general para la estructura, mientras que liposoma se refiere solo a vesículas artificiales, no naturales) La idea básica de la administración de fármacos liposomales es que el fármaco está encapsulado en solución dentro del liposoma luego se inyecta en el paciente. Estos liposomas cargados de fármaco viajan a través del sistema hasta que se unen al sitio objetivo y se rompen, liberando el fármaco. En teoría, los liposomas deberían ser un sistema ideal de administración de fármacos, ya que pueden aislar casi cualquier fármaco hidrofílico, pueden injertarse con moléculas para dirigirse a tejidos específicos y pueden ser relativamente no tóxicos, ya que el cuerpo posee vías bioquímicas para degradar los lípidos.

La primera generación de liposomas de administración de fármacos tenía una composición lipídica simple y sufría varias limitaciones. La circulación en el torrente sanguíneo estaba extremadamente limitada debido tanto al aclaramiento renal como a la fagocitosis. El refinamiento de la composición de lípidos para ajustar la fluidez, la densidad de carga de la superficie y la hidratación de la superficie dio como resultado vesículas que adsorbieron menos proteínas del suero y, por lo tanto, el sistema inmunitario las reconoció con menos facilidad. El avance más significativo en esta área fue el injerto de polietilenglicol (PEG) en la superficie de los liposomas para producir vesículas "sigilosas", que circulan durante largos períodos sin aclaramiento inmunitario o renal.

Los primeros liposomas sigilosos se dirigieron pasivamente a los tejidos tumorales. Debido a que los tumores inducen una angiogénesis rápida e incontrolada, son especialmente "permeables" y permiten que los liposomas salgan del torrente sanguíneo a un ritmo mucho más alto que el tejido normal. Más recientemente se ha emprendido un trabajo para injertar anticuerpos u otros marcadores moleculares en la superficie del liposoma con la esperanza de unirlos activamente a una célula o tipo de tejido específico. Algunos ejemplos de este enfoque ya se encuentran en ensayos clínicos.

Otra aplicación potencial de las bicapas lipídicas es el campo de los biosensores. Dado que la bicapa lipídica es la barrera entre el interior y el exterior de la célula, también es el sitio de una extensa transducción de señales. A lo largo de los años, los investigadores han tratado de aprovechar este potencial para desarrollar un dispositivo basado en bicapa para el diagnóstico clínico o la detección de bioterrorismo. El progreso ha sido lento en esta área y, aunque algunas empresas han desarrollado sistemas automatizados de detección basados en lípidos, todavía están dirigidos a la comunidad investigadora. Estos incluyen Biacore (ahora GE Healthcare Life Sciences), que ofrece un chip desechable para utilizar bicapas lipídicas en estudios de cinética de unión y Nanion Inc., que ha desarrollado un sistema de sujeción de parche automatizado. También se están buscando otras aplicaciones más exóticas, como el uso de poros de membrana de bicapa lipídica para la secuenciación de ADN por parte de Oxford Nanolabs. Hasta la fecha, esta tecnología no ha demostrado ser comercialmente viable.

Una bicapa lipídica soportada (SLB), como se describe anteriormente, ha logrado un éxito comercial como técnica de detección para medir la permeabilidad de los fármacos. Esta técnica PAMPA de paensayo de permeabilidad aartificial membrana pmedida la Se encontró que la permeabilidad a través de cócteles de lípidos formulados específicamente está altamente correlacionada con cultivos de Caco-2, el tracto gastrointestinal, la barrera hematoencefálica y la piel.

Historia

A principios del siglo XX, los científicos habían llegado a creer que las células están rodeadas por una fina barrera similar al aceite, pero se desconocía la naturaleza estructural de esta membrana. Dos experimentos en 1925 sentaron las bases para llenar este vacío. Al medir la capacitancia de las soluciones de eritrocitos, Hugo Fricke determinó que la membrana celular tenía un grosor de 3,3 nm.

Aunque los resultados de este experimento fueron precisos, Fricke malinterpretó los datos para indicar que la membrana celular es una sola capa molecular. El Prof. Dr. Evert Gorter (1881–1954) y F. Grendel de la Universidad de Leiden abordaron el problema desde una perspectiva diferente, esparciendo los lípidos de los eritrocitos como una monocapa en un canal de Langmuir-Blodgett. Cuando compararon el área de la monocapa con el área de superficie de las células, encontraron una proporción de dos a uno. Los análisis posteriores mostraron varios errores y suposiciones incorrectas con este experimento pero, por casualidad, estos errores se cancelaron y, a partir de estos datos erróneos, Gorter y Grendel sacaron la conclusión correcta: que la membrana celular es una bicapa lipídica.

Esta teoría se confirmó mediante el uso de microscopía electrónica a fines de la década de 1950. Aunque no publicó el primer estudio de microscopía electrónica de las bicapas lipídicas, J. David Robertson fue el primero en afirmar que las dos bandas oscuras con densidad de electrones eran los grupos de cabeza y las proteínas asociadas de dos monocapas lipídicas opuestas. En este cuerpo de trabajo, Robertson presentó el concepto de "membrana unitaria". Esta fue la primera vez que la estructura bicapa se asignó universalmente a todas las membranas celulares, así como a las membranas de los orgánulos.

Casi al mismo tiempo, el desarrollo de membranas modelo confirmó que la bicapa lipídica es una estructura estable que puede existir independientemente de las proteínas. Al "pintar" una solución de lípidos en un solvente orgánico a través de una abertura, Mueller y Rudin pudieron crear una bicapa artificial y determinar que exhibía fluidez lateral, alta resistencia eléctrica y autocuración en respuesta a la punción, todas las cuales son propiedades de una membrana celular natural. Unos años más tarde, Alec Bangham demostró que las bicapas, en forma de vesículas lipídicas, también podían formarse simplemente exponiendo una muestra lipídica seca al agua. Este fue un avance importante, ya que demostró que las bicapas lipídicas se forman espontáneamente a través del autoensamblaje y no requieren una estructura de soporte modelada.

En 1977, Kunitake y Okahata prepararon una membrana bicapa totalmente sintética a partir de un único compuesto orgánico, el bromuro de didodecildimetilamonio. Muestra claramente que la membrana bicapa fue ensamblada por la interacción de van der Waals.