Trypanosoma brucei

Trypanosoma brucei es una especie de cinetoplastido parásito perteneciente al género Trypanosoma que está presente en el África subsahariana. A diferencia de otros parásitos protozoarios que normalmente infectan la sangre y las células de los tejidos, es exclusivamente extracelular y habita en el plasma sanguíneo y los fluidos corporales. Provoca enfermedades mortales transmitidas por vectores: tripanosomiasis africana o enfermedad del sueño en humanos, y tripanosomiasis animal o nagana en ganado vacuno y caballos. Es un complejo de especies agrupadas en tres subespecies: T. b. brucei, T. b. gambiense y T. b. rodesiense. El primero es un parásito de mamíferos no humanos y causa la nagana, mientras que los dos últimos son zoonóticos que infectan tanto a humanos como a animales y causan la tripanosomiasis africana.

T. brucei se transmite entre mamíferos huéspedes por un insecto vector perteneciente a diferentes especies de mosca tsetsé (Glossina). La transmisión se produce por picadura durante la ingesta de sangre del insecto. Los parásitos sufren cambios morfológicos complejos a medida que se mueven entre insectos y mamíferos a lo largo de su ciclo de vida. Las formas del torrente sanguíneo de los mamíferos se destacan por sus proteínas de la superficie celular, glicoproteínas de superficie variantes, que sufren una variación antigénica notable, lo que permite una evasión persistente de la inmunidad adaptativa del huésped que conduce a una infección crónica. T. brucei es uno de los pocos patógenos que se sabe que cruza la barrera hematoencefálica. Existe una necesidad urgente de desarrollar nuevas terapias farmacológicas, ya que los tratamientos actuales pueden tener efectos secundarios graves y resultar fatales para el paciente.

Aunque históricamente no se considera T. brucei subespecie debido a sus diferentes medios de transmisión, presentación clínica y pérdida de ADN del cinetoplasto, los análisis genéticos revelan que T. equiperdum y T. evansi evolucionan a partir de parásitos muy similares a T. b. brucei, y se cree que son miembros del clado brucei.

El parásito fue descubierto en 1894 por Sir David Bruce, de quien se le dio el nombre científico en 1899.

Historia y descubrimiento

Primeros registros

La enfermedad del sueño en animales fue descrita en escritos del antiguo Egipto. Durante la Edad Media, los comerciantes árabes notaron la prevalencia de la enfermedad del sueño entre los africanos y sus perros. Fue una de las principales enfermedades infecciosas en el sur y el este de África en el siglo XIX. El Reino Zulú (ahora parte de Sudáfrica) se vio gravemente afectado por la enfermedad, que los británicos conocieron como nagana, una palabra zulú que significa estar abatido o deprimido de espíritu. En otras partes de África, los europeos la llamaron "enfermedad de las moscas".

John Aktins, un cirujano naval inglés, dio la primera descripción médica de la enfermedad del sueño humana en 1734. Atribuyó las muertes a las que llamó "moquillo del sueño" en Guinea a la infección. Otro médico inglés, Thomas Masterman Winterbottom, dio una descripción más clara de los síntomas en Sierra Leona en 1803. Winterbottom describió una característica clave de la enfermedad como la inflamación de los ganglios linfáticos cervicales posteriores y los esclavos que desarrollaron tales hinchazones fueron declarados no aptos para el comercio. El síntoma se conoce con el mismo nombre como "signo de Winterbottom".

Descubrimiento del parásito

El Cuerpo Médico del Ejército Real nombró a David Bruce, quien en ese momento era profesor asistente de patología en la Escuela de Medicina del Ejército en Netley con rango de Capitán en el ejército, en 1894 para investigar una enfermedad conocida como nagana en Sudáfrica. La enfermedad causó graves problemas entre el ganado local y los caballos del ejército británico. El 27 de octubre de 1894, Bruce y su esposa microbióloga Mary Elizabeth Bruce (de soltera Steele) se mudaron a Ubombo Hill, donde la enfermedad era más prevalente.

En el sexto día de investigación, Bruce identificó parásitos en la sangre de vacas enfermas. Inicialmente los observó como una especie de filaria (pequeños gusanos redondos), pero a finales de año estableció que los parásitos eran "hematozoos" (protozoario) y fueron la causa de nagana. Fue el descubrimiento de Trypanosoma brucei. El nombre científico fue creado por los zoólogos británicos Henry George Plimmer y John Rose Bradford en 1899 como Trypanosoma brucii debido a un error de imprenta. . El género Trypanosoma ya fue introducido por el médico húngaro David Gruby en su descripción de T. sanguinis, una especie que descubrió en ranas en 1843.

Brotes

En Uganda, el primer caso de infección humana se informó en 1898. Le siguió un brote en 1900. En 1901, se volvió grave y se estimó que había unas 20.000 muertes. Más de 250.000 personas murieron en la epidemia que duró dos décadas. La enfermedad comúnmente popularizada como "letargo negro". No se sabía si la enfermedad del sueño humana y la nagana eran similares o si las dos enfermedades eran causadas por parásitos similares. Incluso las observaciones de Forde y Dutton no indicaron que el tripanosoma estuviera relacionado con la enfermedad del sueño.

Comisión sobre la enfermedad del sueño

La Royal Society constituyó una Comisión sobre la Enfermedad del Sueño de tres miembros el 10 de mayo de 1902 para investigar la epidemia en Uganda. La Comisión estaba compuesta por George Carmichael Low de la Escuela de Higiene y Medicina Tropical de Londres como líder, su colega Aldo Castellani y Cuthbert Christy, un médico de servicio en Bombay, India. En ese momento, persistía un debate sobre la etiología, algunos favorecían una infección bacteriana mientras que otros creían que era una infección por helmintos. La primera investigación se centró en Filaria perstans (más tarde rebautizada como Mansonella perstans), un pequeño gusano intestinal transmitido por moscas, y en bacterias como posibles causas, sólo para descubrir que la epidemia no estaba relacionada a estos patógenos. El equipo fue descrito como un "grupo mal variado" y una "mucha gente rara", y la expedición "un fracaso". Low, cuya conducta fue descrita como "truculenta y propensa a ofenderse" abandonó la Comisión y África después de tres meses.

En febrero de 1902, la Oficina de Guerra británica, a raíz de una solicitud de la Royal Society, nombró a David Bruce para dirigir la segunda Comisión sobre la Enfermedad del Sueño. Con David Nunes Nabarro (del University College Hospital), Bruce y su esposa se unieron a Castellani y Christy el 16 de marzo. En noviembre de 1902, Castellani había encontrado tripanosomas en el líquido cefalorraquídeo de una persona infectada. Estaba convencido de que el tripanosoma era el parásito causante de la enfermedad del sueño. Al igual que Low, su conducta ha sido criticada y la Royal Society se negó a publicar su informe. Se enfureció aún más cuando Bruce le aconsejó que no llegara a conclusiones precipitadas sin más evidencias, ya que había muchos otros parásitos a considerar. Castellani abandonó África en abril y publicó su informe como "Sobre el descubrimiento de una especie de Trypanosoma en el líquido cefalorraquídeo de los casos de enfermedad del sueño" en The Lancet. Para entonces la Royal Society ya había publicado el informe. En agosto de 1903, Bruce y su equipo establecieron que la enfermedad era transmitida por la mosca tsetsé, Glossina palpalis. Sin embargo, Bruce no entendía el ciclo de vida del tripanosoma y creía que los parásitos simplemente se transmitían de una sola persona. a otro.

Casi al mismo tiempo, Alemania envió un equipo expedicionario dirigido por Robert Koch para investigar la epidemia en Togo y África Oriental. En 1909, uno de los miembros del equipo, Friedrich Karl Kleine, descubrió que el parásito tenía etapas de desarrollo en la mosca tsetsé. Bruce, en la tercera Comisión sobre la Enfermedad del Sueño (1908-1912), que incluía a Albert Ernest Hamerton, H.R. Bateman y Frederick Percival Mackie, estableció el ciclo básico de desarrollo por el que debe pasar el tripanosoma de la mosca tsetsé. La pregunta, señalada por Bruce en esta etapa, fue cómo el tripanosoma llega a las glándulas salivales. Muriel Robertson, en experimentos realizados entre 1911 y 1912, estableció cómo los tripanosomas ingeridos llegan finalmente a las glándulas salivales de la mosca.

Descubrimiento de los tripanosomas humanos

El cirujano colonial británico Robert Michael Forde fue el primero en encontrar el parásito en humanos. Lo encontró gracias a un capitán de un barco de vapor inglés que ingresó en un hospital de Bathurst, Gambia, en 1901. Su informe de 1902 indica que creía que se trataba de una especie de gusano filarial. De la misma persona, el colega de Forde, Joseph Everett Dutton, lo identificó como un protozoo perteneciente al género Trypanosoma. Conociendo las características distintivas, Dutton propuso un nuevo nombre de especie en 1902:

En la actualidad es imposible decidir definitivamente en cuanto a la especie, pero si en estudio posterior se debe encontrar que difiere de otros tripanos que producen enfermedades sugeriría que se llame Trypanosoma gambiense.

Los parasitólogos británicos John William Watson Stephens y Harold Benjamin Fantham descubrieron otro tripanosoma humano (ahora llamado T. brucei rhodesiense). En 1910, Stephens observó en su infección experimental en ratas que el tripanosoma, obtenido de un individuo de Rodesia del Norte (más tarde Zambia), no era lo mismo que T. gambiense. La fuente del parásito, un inglés que viajaba a Rodesia, fue encontrado con parásitos sanguíneos en 1909 y fue transportado e ingresado en el Royal Southern Hospital en Liverpool bajo el cuidado de Ronald Ross. Fantham describió la morfología del parásito y descubrió que se trataba de un tripanosoma diferente.

Especie

T. brucei es un complejo de especies que incluye:

1. T. brucei gambiense que causa la aparición lenta de la tripanosomiasis crónica en humanos. Es más común en África central y occidental, donde se cree que los seres humanos son el reservorio primario. En 1973, David Hurst Molyneux fue el primero en encontrar la infección de esta cepa en la vida silvestre y los animales domésticos. Desde 2002, hay varios informes que muestran que los animales, incluido el ganado, también están infectados. Es responsable del 98% de toda la tripanosomiasis humana africana, y es aproximadamente 100% fatal.
2. T. brucei rhodesiense que causa la aparición rápida de la tripanosomiasis aguda en humanos. Un parásito muy zoonótico, es predominante en África meridional y oriental, donde se cree que los animales de juego y el ganado son el reservorio primario.
3. T. brucei brucei que causa tripanosomiasis animal, junto con varias otras especies Trypanosoma. T. b. brucei no es infectivo para los seres humanos debido a su susceptibilidad a la lisis por el factor lítico triponante-1 (TLF-1). Sin embargo, está estrechamente relacionado con, y comparte características fundamentales con las subespecies infecciosas humanas. Sólo rara vez puede T. b. brucei infectar a un humano.

Las subespecies no se pueden distinguir por su estructura, ya que todas son idénticas bajo el microscopio. La ubicación geográfica es la principal distinción. Se han desarrollado marcadores moleculares para la identificación individual. El gen asociado a la resistencia sérica (SRA) se utiliza para diferenciar T. b. rhodesiense de otras subespecies. Gen TgsGP, que se encuentra solo en el T tipo 1. b. gambiense es también una distinción específica entre T. b. variedad gambiense.

La subespecie carece de muchas de las características comúnmente consideradas necesarias para constituir una monofilia. Como tal, Lukeš et al., 2022 propone una nueva polifilia por ecotipo.

Etimología

El nombre del género se deriva de dos palabras griegas: τρυπανον (trypanon o trupanon), que significa "barrenador" o "barrena", en referencia al movimiento tipo sacacorchos; y σῶμα (sôma), que significa "cuerpo" El nombre específico proviene de David Bruce, quien descubrió los parásitos en 1894. La subespecie, las cepas humanas, llevan el nombre de las regiones de África donde se identificaron por primera vez: T. brucei gambiense fue descrito por un inglés en Gambia en 1901; T. brucei rhodesiense fue encontrado en otro inglés en Rhodesia del Norte en 1909.

Estructura

T. brucei es una célula eucariota típica, y mide de 8 a 50 μm de longitud. Tiene un cuerpo alargado que tiene una forma aerodinámica y grabada. Su membrana celular (llamada pellicle) encierra los organelas celulares, incluyendo el núcleo, mitocondria, reticulum endoplasmático, aparato Golgi y ribosomas. Además, hay un organelle inusual llamado el kinetoplast, que es un complejo de miles de mitocondrias. El kinetoplast se encuentra cerca del cuerpo basal con el que es indistinguible bajo el microscopio. Del cuerpo basal surge un único flagelo que corre hacia el extremo anterior. A lo largo de la superficie del cuerpo, el flagellum se une a la membrana celular formando una membrana ondulante. Sólo la punta del flagelo es libre en el extremo anterior. La superficie celular de la forma del torrente sanguíneo cuenta con un capa densa de glicoproteínas superficiales variantes (VSGs) que es reemplazada por un capa de prociclinas igualmente densa cuando el parásito se diferencia en la fase procíclica de la parte de mosca tsetse.

Los tripanosomátidos muestran varias clases diferentes de organización celular, dos de las cuales son adoptadas por T. brucei en diferentes etapas del ciclo de vida:

• Epimastigote, que se encuentra en mosca tsetse. Su kinetoplast y su cuerpo basal se encuentran ante el núcleo, con un largo flagelo unido a lo largo del cuerpo celular. El flagelo comienza desde el centro del cuerpo.
• Trypomastigote, que se encuentra en los anfitriones mamíferos. El kinetoplast y el cuerpo basal son posteriores del núcleo. El flagelo surge del extremo posterior del cuerpo.

Estos nombres se derivan del griego mastig- que significa látigo y se refiere al flagelo en forma de látigo del tripanosoma. El flagelo del tripanosoma tiene dos estructuras principales. Está formado por un axonema flagelar típico, que se encuentra paralelo al bastón paraflagelar, una estructura reticular de proteínas exclusiva de los cinetoplástidos, euglenoides y dinoflagelados.

Los microtúbulos del axonema flagelar se encuentran en la disposición normal 9+2, orientados con el + en el extremo anterior y el - en el cuerpo basal. La estructura citoesquelética se extiende desde el cuerpo basal hasta el cinetoplasto. El flagelo está unido al citoesqueleto del cuerpo celular principal mediante cuatro microtúbulos especializados, que discurren paralelos y en la misma dirección a la tubulina flagelar.

La función flagelar es doble: locomoción a través de oscilaciones a lo largo del flagelo adherido y el cuerpo celular en el torrente sanguíneo humano y el intestino de la mosca tsetsé, y la unión al epitelio de la glándula salival de la mosca durante la etapa de epimastigote. El flagelo impulsa el cuerpo de tal manera que el axonema genera la oscilación y se crea una onda flagelar a lo largo de la membrana ondulante. Como resultado, el cuerpo se mueve en forma de sacacorchos. En los flagelos de otros organismos, el movimiento comienza desde la base hacia la punta, mientras que en T. brucei y otros tripanosomátidos, el latido se origina en la punta y avanza hacia la base, obligando al cuerpo a desplazarse en dirección a la punta del flagelo.

Ciclo de vida

T. brucei completa su ciclo de vida entre la mosca tsetsé (del género Glossina) y huéspedes mamíferos, incluidos humanos, ganado vacuno, caballos y animales salvajes. En ambientes estresantes, T. brucei produce exosomas que contienen el ARN líder empalmado y utiliza los complejos de clasificación endosómica necesarios para el sistema de transporte (ESCRT) para secretarlos como vesículas extracelulares. Cuando son absorbidos por otros tripanosomas, estos vehículos eléctricos provocan un movimiento repulsivo lejos del área y, por lo tanto, de los malos ambientes.

En huésped mamífero

La infección se produce cuando una mosca tsetsé vectora pica a un huésped mamífero. La mosca inyecta los tripomastigotes metacíclicos en el tejido de la piel. Los tripomastigotes ingresan al sistema linfático y al torrente sanguíneo. Los tripomastigotes iniciales son cortos y rechonchos (SS). Están protegidos del sistema inmunológico del huésped al producir una variación antigénica llamada glicoproteínas de superficie variantes en la superficie de su cuerpo. Una vez dentro del torrente sanguíneo, crecen hasta adoptar formas largas y delgadas (LS). Luego, se multiplican por fisión binaria. Algunas de las células hijas vuelven a ser cortas y rechonchas. Algunas de ellas permanecen como formas intermedias, representando una etapa de transición entre las formas largas y cortas. Las formas largas y delgadas pueden penetrar el endotelio de los vasos sanguíneos e invadir los tejidos extravasculares, incluido el sistema nervioso central (SNC) y la placenta en mujeres embarazadas.

A veces, los animales salvajes pueden ser infectados por la mosca tsetsé y actúan como reservorios. En estos animales, no producen la enfermedad, pero el parásito vivo puede transmitirse a los huéspedes normales. Además de la preparación para ser absorbido y transmitido a otro huésped por una mosca tsetsé, la transición de LS a SS en el mamífero sirve para prolongar la vida útil del huésped; el control de la parasitemia ayuda a aumentar la duración total de transmisión de cualquier huésped infestado en particular.

En la mosca tsetsé

A diferencia de los mosquitos anofelinos y los flebótomos que transmiten otras infecciones por protozoos en las que sólo participan las hembras, ambos sexos de la mosca tsetsé se alimentan de sangre y transmiten tripanosomas por igual. Los tripomastigotes (SS), cortos y rechonchos, son absorbidos por la mosca tsetsé durante su ingestión de sangre. La supervivencia en el intestino medio de la mosca tsetsé es una de las razones de las adaptaciones particulares de la etapa SS. Los tripomastigotes ingresan al intestino medio de la mosca, donde se convierten en tripomastigotes procíclicos al reemplazar su VSG con otras cubiertas proteicas llamadas prociclinas. Debido a que la mosca enfrenta daño digestivo debido a factores inmunes en la harina de sangre, produce serpinas para suprimir la infección. Las serpinas, incluidas GmmSRPN3, GmmSRPN5, GmmSRPN9 y especialmente GmmSRPN10, son secuestradas por el parásito para ayudar a sus propios seres humanos. infección del intestino medio, utilizándolos para inactivar los factores tripanolíticos de la harina de sangre que, de otro modo, harían inhóspito al huésped de la mosca.

Los tripomastigotes procíclicos cruzan la matriz peritrófica, sufren un ligero alargamiento y migran a la parte anterior del intestino medio como tripomastigotes mesocíclicos largos no proliferativos. A medida que llegan al proventrículo, se vuelven más delgados y sufren un reordenamiento citoplasmático para dar lugar a epimastigotes proliferativos. Los epimastigotes se dividen asimétricamente para producir epimastigotes largos y cortos. El epimastigote largo no puede moverse a otros lugares y simplemente muere por apoptosis. El epimastigote corto migra desde el proventrículo a través del intestino anterior y la probóscide hasta las glándulas salivales, donde se adhiere al epitelio de las glándulas salivales. Ni siquiera todas las formas cortas logran migrar completamente a las glándulas salivales, ya que la mayoría mueren en el camino; sólo sobreviven hasta cinco.

En las glándulas salivales, los supervivientes pasan por fases de reproducción. El primer ciclo en una mitosis igual por el cual una célula madre produce dos epimastigotes hijos similares. Permanecen adheridos al epitelio. Esta fase es la reproducción principal en la infección de primera etapa para asegurar una cantidad suficiente de parásitos en la glándula salival. El segundo ciclo, que suele ocurrir en la etapa tardía de la infección, implica una mitosis desigual que produce dos células hijas diferentes del epimastigote madre. Una hija es un epimastigote que permanece no infeccioso y la otra es un tripomastigote. Los tripomastigotes se desprenden del epitelio y se transforman en tripomastigotes cortos y rechonchos. Las prociclinas de superficie se reemplazan con VSG y se convierten en tripomastigotes metacíclicos infecciosos. El desarrollo completo en la mosca tarda unos 20 días. Se inyectan en el huésped mamífero junto con la saliva al morder y se conocen como salivares.

En el caso de T. b. brucei al infectar Glossina palpalis gambiensis, el parásito cambia el contenido del proteoma de la cabeza de la mosca y provoca cambios de comportamiento, como un aumento innecesario de la frecuencia de alimentación, lo que aumenta las oportunidades de transmisión. Esto está relacionado con una alteración del metabolismo de la glucosa que provoca una necesidad percibida de más calorías. (El cambio metabólico, a su vez, se debe a la ausencia total de glucosa-6-fosfato 1-deshidrogenasa en las moscas infectadas). La síntesis del neurotransmisor monoamina también se ve alterada: la producción de L-aminoácido descarboxilasa aromática implicada en la síntesis de dopamina y serotonina, y Se indujo la proteína hipersensible a α-metildopa. Esto es similar a las alteraciones en otros vectores dípteros' proteomas de la cabeza infectados por otros parásitos eucariotas de mamíferos.

Reproducción

Fisión binaria

La reproducción de T. brucei es inusual en comparación con la mayoría de los eucariotas. La membrana nuclear permanece intacta y los cromosomas no se condensan durante la mitosis. El cuerpo basal, a diferencia del centrosoma de la mayoría de las células eucariotas, no desempeña ningún papel en la organización del huso y, en cambio, participa en la división del cinetoplasto. Los eventos de reproducción son:

1. El cuerpo basal duplica y ambos permanecen asociados con el kinetoplast. Cada cuerpo basal forma un flagelo separado.
2. Kinetoplast El ADN se somete a síntesis y luego el kinetoplast divide junto con la separación de los dos cuerpos basales.
3. El ADN nuclear sufre síntesis mientras que un nuevo flagelo se extiende desde el cuerpo basal más joven, más posterior.
4. El núcleo sufre mitosis.
5. La citoquinesis progresa del anterior al posterior.
6. La división completa con la abscisión.

Meiosis

En la década de 1980, los análisis de ADN de las etapas de desarrollo de T. brucei comenzó a indicar que el tripomastigote de la mosca tsetsé sufre meiosis, es decir, una etapa de reproducción sexual. Pero no siempre es necesario para un ciclo de vida completo. La existencia de proteínas específicas de la meiosis se informó en 2011. Los gametos haploides (células hijas producidas después de la meiosis) se descubrieron en 2014. Los gametos haploides similares a tripomastigotes pueden interactuar entre sí a través de sus flagelos y sufrir fusión celular (el proceso se llama singamia). Así, además de la fisión binaria, T. brucei puede multiplicarse por reproducción sexual. Los tripanosomas pertenecen al supergrupo Excavata y son uno de los primeros linajes divergentes entre los eucariotas. El descubrimiento de la reproducción sexual en T. brucei apoya la hipótesis de que la meiosis y la reproducción sexual son características ancestrales y ubicuas de los eucariotas.

Infección y patogenicidad

Los insectos vectores de T. brucei son especies diferentes de mosca tsetsé (género Glossina). Los principales vectores de T. b. gambiense, que causan la enfermedad del sueño en África occidental, son G. palpalis, G. tachinoides y G. fuscipes. Mientras que los principales vectores de T. b. rhodesiense, que causan la enfermedad del sueño en África Oriental, son G. morsitans, G. pallidipes y G. swynnertoni. La tripanosomiasis animal es transmitida por una docena de especies de Glossina.

En etapas posteriores de una T. brucei de un huésped mamífero, el parásito puede migrar del torrente sanguíneo para infectar también la linfa y el líquido cefalorraquídeo. Es bajo esta invasión de tejidos que los parásitos producen la enfermedad del sueño.

Además de la forma principal de transmisión a través de la mosca tsetsé, T. brucei puede transferirse entre mamíferos mediante el intercambio de fluidos corporales, como por transfusión de sangre o contacto sexual, aunque se cree que esto es poco común. Los recién nacidos pueden infectarse (transmisión vertical o congénita) de madres infectadas.

Quimioterapia

Hay cuatro medicamentos generalmente recomendados para el tratamiento de primera línea de la tripanosomiasis africana: suramina desarrollada en 1921, pentamidina desarrollada en 1941, melarsoprol desarrollado en 1949 y eflornitina desarrollada en 1990. Estos medicamentos no son completamente efectivos y son tóxicos para los humanos. . Además, en los parásitos se ha desarrollado resistencia a todos los fármacos. Los fármacos tienen una aplicación limitada ya que son eficaces contra cepas específicas de T. brucei y las etapas del ciclo de vida de los parásitos. Suram se utiliza sólo para la infección de primera etapa por T. b. rhodensiense, pentamidina para la infección de primera etapa por T. b. gambiense y eflornitina para la infección en segunda etapa de T. b. gambiense. Melarsopol es el único fármaco eficaz contra los dos tipos de parásitos en ambas fases de la infección, pero es muy tóxico, de modo que el 5% de los individuos tratados mueren a causa de daño cerebral (encefalopatía reactiva). Otro fármaco, el nifurtimox, recomendado para la enfermedad de Chagas (tripanosomiasis americana), es en sí mismo un fármaco débil, pero en combinación con melarsopol se utiliza como medicamento de primera línea contra la infección de segunda etapa por T. b. gambiense.

Históricamente, los compuestos de arsénico y mercurio se introdujeron a principios del siglo XX, con éxito particularmente en las infecciones animales. El médico alemán Paul Ehrlich y su asociado japonés Kiyoshi Shiga desarrollaron el primer fármaco tripanocida específico en 1904 a partir de un tinte, el rojo tripán, al que llamaron Trypanroth. Estos preparados químicos sólo eran eficaces en dosis altas y tóxicas y no eran adecuados para uso clínico.

La tripanosomiasis animal se trata con seis fármacos: aceturato de diminazeno, homidio (bromuro de homidio y cloruro de homidio), cloruro de isometamidio, melarsomina, quinapiramina y suramina. Todos ellos son muy tóxicos para los animales y prevalece la resistencia a los medicamentos. Homidium es el primer fármaco antitripanosómico recetado. Fue desarrollado como un compuesto modificado de fenantridina, que en 1938 se descubrió que tenía actividad tripanocida contra el parásito bovino, T. congolense. Entre sus productos, el bromuro de dimidio y sus derivados se utilizaron por primera vez en 1948 en casos de animales en África, y pasó a ser conocido como homidium (o como bromuro de etidio en biología molecular).

Terapia alternativa

Algunos fitoquímicos se han mostrado prometedores en la investigación contra el T. b. cepa brucei. Aderbauer et al., 2008 y Umar et al., 2010 encuentran que Khaya senegalensis es eficaz in vitro e Ibrahim et al., 2013 y 2008 in vivo (en ratas). Ibrahim et al., 2013 encuentra que una dosis más baja reduce la parasitemia en esta subespecie y una dosis más alta es curativa y previene lesiones.

Distribución

T. brucei sólo se encuentra en las zonas azules

T. brucei se encuentra donde sus vectores, la mosca tsetsé, prevalecen en África continental. Es decir, las áreas de selva tropical (Af), monzón tropical (Am) y sabana tropical (Aw) de África continental. De ahí que la región ecuatorial de África sea llamada la "enfermedad del sueño" cinturón. Sin embargo, el tipo específico de tripanosoma difiere según la geografía. T. b. rhodesiense se encuentra principalmente en África Oriental (Botswana, República Democrática del Congo, Etiopía, Kenia, Malawi, Tanzania, Uganda y Zimbabwe), mientras que T. b. gambiense se encuentra en África central y occidental.

Impacto

T. brucei es una de las principales causas de enfermedades del ganado en el África subsahariana. Por lo tanto, es una enorme preocupación veterinaria y una de las mayores limitaciones para la agricultura en África y la vida económica del África subsahariana.

Evolución

Trypanosoma brucei gambiense evolucionó a partir de un único progenitor hace ~10.000 años. Está evolucionando asexualmente y su genoma muestra el efecto Meselson.

Genética

Hay dos subpoblaciones de T. b. gambiense que posee dos grupos distintos que se diferencian en genotipo y fenotipo. El grupo 2 es más parecido a T. b. brucei que el grupo 1 T. b. gambiense.

Todos los T. b. gambiense son resistentes a la destrucción por un componente sérico: el factor lítico tripanosoma (TLF), del cual hay dos tipos: TLF-1 y TLF-2. Grupo 1 T. b. Los parásitos gambiense evitan la absorción de partículas de TLF, mientras que los del grupo 2 pueden neutralizar o compensar los efectos de TLF.

Por el contrario, la resistencia en T. b. rhodesiense depende de la expresión de un gen asociado a la resistencia sérica (SRA). Este gen no se encuentra en T. b. gambiense.

Genoma

El genoma de T. brucei se compone de:

• 11 pares de cromosomas grandes de 1 a 6 pares de megabase.
• 3-5 cromosomas intermedios de 200 a 500 pares kilobase.
• Alrededor de 100 minicromosomas de unos 50 a 100 pares kilobase. Estos pueden estar presentes en múltiples copias por genoma haploid.

La mayoría de los genes se encuentran en los cromosomas grandes, y los minicromosomas solo llevan genes VSG. El genoma ha sido secuenciado y está disponible en GeneDB.

El genoma mitocondrial se encuentra condensado en el kinetoplast, una característica inusual única de los protozoos kinetoplastidos. El kinetoplast y el cuerpo basal del flagelo están fuertemente asociados a través de una estructura citoesquelética

En 1993, se identificó una nueva base, ß-d-glucopiranosiloximetiluracilo (base J), en el ADN nuclear de T. brucei.

Abrigo VSG

La superficie de T. brucei y otras especies de Trypanosomes está cubierta por un capa externa densa llamada glicoproteína superficial variante (VSG). Las proteínas VSG son de 60 kDa que están empacadas densamente (~5 x 10⁶ moléculas) para formar una capa superficial de 12–15 nm. Los dimers VSG componen alrededor del 90% de todas las proteínas de la superficie celular en tripanosomas. También componen el ~10% de la proteína celular total. Por esta razón, estas proteínas son altamente inmunogénicas y una respuesta inmune contra una capa VSG específica matará rápidamente a los tripanos que expresan esta variante. Sin embargo, con cada división celular existe la posibilidad de que la progenie cambie la expresión para cambiar el VSG que se expresa.

Este abrigo VSG permite una infección T. brucei población para evadir persistentemente el sistema inmunitario del huésped, permitiendo una infección crónica. El VSG es altamente inmunogénico, y una respuesta inmune contra una capa VSG específica mata rápidamente a los tripanos que expresan esta variante. La matanza de tripanosoma mediada por el anticuerpo también puede ser observada in vitro por un ensayo de lisis mediado por complemento. Sin embargo, con cada división celular existe la posibilidad de que uno o ambos de la progenie cambien la expresión para cambiar el VSG que se expresa. La frecuencia de conmutación VSG se ha medido para ser aproximadamente 0,1% por división. As T. brucei las poblaciones pueden alcanzar un máximo de 10¹¹ dentro de un host esta rápida tasa de cambio asegura que la población parásita es típicamente muy diversa. Debido a que la inmunidad host contra un VSG específico no se desarrolla inmediatamente, algunos parásitos habrán cambiado a una variante de VSG antígenamente distinta, y pueden continuar multiplicando y continuar la infección. El efecto clínico de este ciclo es las sucesivas 'ondas' de parasitemia (tripnosomes in the blood).

Expresión de VSG genes ocurren a través de una serie de mecanismos que aún no se entienden plenamente. El VSG expresado puede ser cambiado ya sea activando un sitio de expresión diferente (y así cambiando para expresar el VSG en ese sitio), o cambiando el VSG gene en el sitio activo a una variante diferente. El genoma contiene muchos cientos, si no miles de VSG genes, tanto en minicromosomas como en secciones repetidas ('arrays') en el interior de los cromosomas. Estos son transcripcionalmente silenciosos, típicamente con secciones omitidas o codones de parada prematura, pero son importantes en la evolución de nuevos genes VSG. Se estima hasta el 10% del T. brucei genoma puede estar compuesto de genes VSG o pseudogenes. Se piensa que cualquiera de estos genes puede ser trasladado al sitio activo por recombinación para la expresión. El silenciamiento VSG se debe en gran medida a los efectos de las variantes de cálculo H3.V y H4.V. Estas histonas causan cambios en la estructura tridimensional de la T. brucei genoma que resulta en una falta de expresión. Los genes VSG se localizan típicamente en las regiones subteloméricas de los cromosomas, lo que facilita que sean silenciados cuando no se utilizan. No se ha probado si la regulación de la conmutación de VSG es puramente estocástica o si los estímulos ambientales afectan la frecuencia de conmutación. El cambio está ligado a dos factores: la variación en la activación de los genes individuales del VSG; y la diferenciación a la etapa "short stumpy" - desencadenada por condiciones de alta densidad de población - que es la etapa de transmisión no productiva e interhost. A partir de 2021 se mantiene inexplicable cómo esta transición es temporizada y cómo se elige el siguiente gen de proteína superficial. Estas cuestiones de variación antígena T. brucei y otros parásitos se encuentran entre los más interesantes en el campo de la infección.

Killing by human serum and resistance to human serum killing

Trypanosoma brucei brucei (así como las especies relacionadas T. equiperdum y T. evansi) no es infectante para los humanos porque es susceptible a sistema inmune innato 'tripanolítico' factores presentes en el suero de algunos primates, incluidos los humanos. Estos factores tripanolíticos se han identificado como dos complejos séricos denominados factores tripanolíticos (TLF-1 y -2), los cuales contienen proteína relacionada con la haptoglobina (HPR) y apolipoproteína LI (ApoL1). TLF-1 es un miembro de la familia de partículas de lipoproteínas de alta densidad, mientras que TLF-2 es un complejo de unión a proteínas séricas de alto peso molecular relacionado. Los componentes proteicos de TLF-1 son la proteína relacionada con la haptoglobina (HPR), la apolipoproteína L-1 (apoL-1) y la apolipoproteína A-1 (apoA-1). Estas tres proteínas están colocalizadas dentro de partículas esféricas que contienen fosfolípidos y colesterol. Los componentes proteicos de TLF-2 incluyen IgM y apolipoproteína A-I.

Los factores tripanolíticos se encuentran sólo en unas pocas especies, incluidos los humanos, los gorilas, los mandriles, los babuinos y los mangabeys negros. Esto parece deberse a que la proteína relacionada con la haptoglobina y la apolipoproteína L-1 son exclusivas de los primates. Esto sugiere que estos genes se originaron en el genoma de los primates hace 25 millones de años-Hace 35 millones de años.

Subespecie infecciosa humana T. b. gambiense y T. b. rhodesiense han desarrollado mecanismos de resistencia a los factores tripanolíticos, que se describen a continuación.

ApoL1

ApoL1 es miembro de una familia de seis genes, ApoL1-6, que han surgido por duplicación en tándem. Estas proteínas normalmente participan en la apoptosis del huésped o en la muerte autofágica y poseen un dominio 3 de homología con Bcl-2. ApoL1 ha sido identificado como el componente tóxico involucrado en la tripanolisis. Los ApoL han estado sujetos a una evolución selectiva reciente posiblemente relacionada con la resistencia a patógenos.

El gen que codifica ApoL1 se encuentra en el brazo largo del cromosoma 22 (22q12.3). Las variantes de este gen, denominadas G1 y G2, brindan protección contra T. b. rodesiense. Estos beneficios no están exentos de desventajas, ya que se ha identificado una glomerulopatía ApoL1 específica. Esta glomerulopatía puede ayudar a explicar la mayor prevalencia de hipertensión en las poblaciones africanas.

El gen codifica una proteína de 383 residuos, incluido un péptido señal típico de 12 aminoácidos. La proteína plasmática es un polipéptido de cadena sencilla con una masa molecular aparente de 42 kilodaltons. ApoL1 tiene un dominio formador de poros de membrana funcionalmente similar al de las colicinas bacterianas. Este dominio está flanqueado por el dominio de direccionamiento de membrana y ambos dominios son necesarios para la destrucción de parásitos.

Dentro del riñón, ApoL1 se encuentra en los podocitos de los glomérulos, el epitelio tubular proximal y el endotelio arteriolar. Tiene una alta afinidad por el ácido fosfatídico y la cardiolipina y puede ser inducido por interferón gamma y factor de necrosis tumoral alfa.

Hpr

Hpr es 91% idéntico a la haptoglobina (Hp), una proteína sérica abundante de fase aguda, que posee una alta afinidad por la hemoglobina (Hb). Cuando la Hb se libera de los eritrocitos sometidos a hemólisis intravascular, la Hp forma un complejo con la Hb y el receptor eliminador CD163 los elimina de la circulación. A diferencia de Hp-Hb, el complejo Hpr-Hb no se une a CD163 y la concentración sérica de Hpr no parece verse afectada por la hemólisis.

Mecanismo de muerte

La asociación de HPR con hemoglobina permite la unión y captación de TLF-1 a través del receptor de haptoglobina-hemoglobina del tripanosoma (TbHpHbR). TLF-2 ingresa a los tripanosomas independientemente de TbHpHbR. La captación de TLF-1 aumenta cuando el nivel de haptoglobina es bajo. TLF-1 supera a la haptoglobina y se une a la hemoglobina libre en el suero. Sin embargo, la ausencia total de haptoglobina se asocia con una menor tasa de destrucción sérica.

El receptor de haptoglobina-hemoglobina del tripanosoma es un haz alargado de tres hélices A con una cabeza distal de membrana pequeña. Esta proteína se extiende por encima de la capa de glicoproteína superficial variante que rodea al parásito.

El primer paso en el mecanismo de destrucción es la unión de TLF a receptores de alta afinidad (los receptores de haptoglobina-hemoglobina) que se encuentran en la bolsa flagelar del parásito. El TLF unido se endocita a través de vesículas recubiertas y luego se transporta a los lisosomas del parásito. ApoL1 es el principal factor letal en los TLF y mata los tripanosomas después de su inserción en las membranas endosómicas/lisosomales. Después de la ingestión por parte del parásito, la partícula TLF-1 se transporta al lisosoma donde ApoL1 se activa mediante un cambio conformacional mediado por el pH. Después de la fusión con el lisosoma, el pH cae de ~7 a ~5. Esto induce un cambio conformacional en el dominio de direccionamiento de la membrana ApoL1 que a su vez provoca que se abra una bisagra unida por un puente salino. Esto libera ApoL1 de la partícula HDL para insertarla en la membrana lisosomal. Luego, la proteína ApoL1 crea poros aniónicos en la membrana, lo que conduce a la despolarización de la membrana, una entrada continua de cloruro y la posterior inflamación osmótica del lisosoma. Esta afluencia a su vez conduce a la ruptura del lisosoma y la posterior muerte del parásito.

Mecanismos de resistencia: T. b. gambiense

Trypanosoma brucei gambiense causa el 97% de los casos humanos de enfermedad del sueño. La resistencia a ApoL1 está mediada principalmente por la lámina β hidrofóbica del T. b. gambiense glicoproteína específica. Otros factores implicados en la resistencia parecen ser un cambio en la actividad de la cisteína proteasa y la inactivación de TbHpHbR debido a una sustitución de leucina por serina (L210S) en el codón 210. Esto se debe a una mutación de timidina a citosina en la posición del segundo codón.

Estas mutaciones pueden haber evolucionado debido a la coexistencia de malaria donde se encuentra este parásito. Los niveles de haptoglobina son bajos en la malaria debido a la hemólisis que se produce con la liberación de los merozoítos a la sangre. La rotura de los eritrocitos da como resultado la liberación de hemo libre a la sangre, donde se une a la haptoglobina. Luego, el sistema reticuloendotelial elimina de la sangre el hemo junto con la haptoglobina unida.

Mecanismos de resistencia: T. b. rodesiense

Trypanosoma brucei rhodesiense se basa en un mecanismo de resistencia diferente: la proteína asociada a la resistencia sérica (SRA). El gen SRA es una versión truncada del antígeno de superficie principal y variable del parásito, la glicoproteína de superficie variante. Sin embargo, tiene poca similitud (baja homología de secuencia) con el gen VSG (<25%). SRA es un gen asociado al sitio de expresión en T. b. rhodesiense y se encuentra corriente arriba de los VSG en el sitio de expresión telomérico activo. La proteína se localiza en gran medida en pequeñas vesículas citoplasmáticas entre la bolsa flagelar y el núcleo. En T. b. rhodesiense el TLF se dirige a los endosomas que contienen SRA, aunque persiste cierta controversia sobre su presencia en el lisosoma. SRA se une a ApoL1 mediante una interacción enrollada-enrollada en el dominio de interacción ApoL1 SRA mientras está dentro del lisosoma del tripanosoma. Esta interacción previene la liberación de la proteína ApoL1 y la posterior lisis del lisosoma y muerte del parásito.

Se sabe que los babuinos son resistentes a la T. b. rodesiense. La versión de babuino del gen ApoL1 difiere del gen humano en varios aspectos, incluidas dos lisinas críticas cerca del extremo C que son necesarias y suficientes para evitar que ApoL1 de babuino se una a SRA. Se ha demostrado que las mutaciones experimentales que permiten proteger ApoL1 de la neutralización por SRA pueden conferir actividad tripanolítica a T. b. rodesiense. Estas mutaciones se parecen a las encontradas en los babuinos, pero también se parecen a las mutaciones naturales que confieren protección a los humanos contra T. b. rhodesiense que están relacionados con la enfermedad renal.