Tinción

La

tinción es una técnica utilizada para mejorar el contraste en las muestras, generalmente a nivel microscópico. Las tinciones y tintes se utilizan frecuentemente en histología (estudio microscópico de tejidos biológicos), en citología (estudio microscópico de células) y en los campos médicos de histopatología, hematología y citopatología que se centran en el estudio y diagnóstico de enfermedades a nivel microscópico.. Las tinciones se pueden utilizar para definir tejidos biológicos (resaltando, por ejemplo, fibras musculares o tejido conectivo), poblaciones de células (clasificando diferentes células sanguíneas) u orgánulos dentro de células individuales.

En bioquímica, implica agregar un colorante específico de una clase (ADN, proteínas, lípidos, carbohidratos) a un sustrato para calificar o cuantificar la presencia de un compuesto específico. La tinción y el etiquetado fluorescente pueden tener propósitos similares. La tinción biológica también se utiliza para marcar células en citometría de flujo y para señalar proteínas o ácidos nucleicos en electroforesis en gel. Los microscopios ópticos se utilizan para observar muestras teñidas con un gran aumento, normalmente utilizando iluminación de campo brillante o epifluorescencia.

La tinción no se limita sólo a materiales biológicos, ya que también se puede utilizar para estudiar la estructura de otros materiales; por ejemplo, las estructuras laminares de polímeros semicristalinos o las estructuras de dominio de copolímeros en bloque.

In vivo frente a in vitro

La tinción in vivo (también llamada tinción vital o tinción intravital) es el proceso de teñir tejidos vivos. Al hacer que ciertas células o estructuras adquieran colores contrastantes, su forma (morfología) o posición dentro de una célula o tejido se puede ver y estudiar fácilmente. El objetivo habitual es revelar detalles citológicos que de otro modo podrían no ser evidentes; sin embargo, la tinción también puede revelar dónde tienen lugar ciertas sustancias químicas o reacciones químicas específicas dentro de las células o tejidos.

La tinción

in vitro consiste en colorear células o estructuras que han sido eliminadas de su contexto biológico. Ciertos tintes a menudo se combinan para revelar más detalles y características que un solo tinte. Combinadas con protocolos específicos para la fijación y preparación de muestras, los científicos y médicos pueden utilizar estas técnicas estándar como herramientas de diagnóstico consistentes y repetibles. Una contratinción es una tinción que hace que las células o estructuras sean más visibles, cuando no son completamente visibles con la tinción principal.

• El violeta de cristal mancha los organismos negativos Gram y Gram. El tratamiento con alcohol elimina el color violeta de cristal de los organismos negativos gramos solamente. Safranin como contrastina se utiliza para colorear los organismos negativos gramos que se decoloraron por el alcohol.

Mientras están ex vivo, muchas células continúan viviendo y metabolizándose hasta que se "fijan". Algunos métodos de tinción se basan en esta propiedad. Las tinciones excluidas por las células vivas pero absorbidas por las células ya muertas se denominan tinciones vitales (por ejemplo, azul tripán o yoduro de propidio para las células eucariotas). Las que entran y tiñen las células vivas se denominan tinciones supravitales (por ejemplo, nuevo azul de metileno y azul de cresilo brillante para la tinción de reticulocitos). Sin embargo, estas manchas acaban siendo tóxicas para el organismo, algunas más que otras. En parte debido a su interacción tóxica dentro de una célula viva, cuando las tinciones supravitales ingresan a una célula viva, pueden producir un patrón característico de tinción diferente de la tinción de una célula ya fijada (por ejemplo, apariencia de "reticulocitos" versus apariencia difusa y #34;policromasia"). Para lograr los efectos deseados, los tintes se utilizan en soluciones muy diluidas que van desde 1:5000 a 1 :500000 (Howey, 2000). Tenga en cuenta que muchas tinciones se pueden utilizar tanto en células vivas como fijas.

Preparación

Los pasos preparatorios involucrados dependen del tipo de análisis planificado. Es posible que se requieran algunos o todos los siguientes procedimientos.

Las

preparaciones húmedas se utilizan para observar organismos vivos y se pueden preparar con agua y ciertos tintes. El líquido se agrega al portaobjetos antes de agregar el organismo y se coloca un cubreobjetos sobre la muestra en el agua y se tiñe para ayudar a contenerla dentro del campo de visión.

La

fijación, que a su vez puede consistir en varios pasos, tiene como objetivo preservar al máximo la forma de las células o del tejido afectado. A veces se utiliza la fijación por calor para matar, adherir y alterar la muestra para que acepte manchas. La mayoría de los fijadores químicos (sustancias químicas que causan la fijación) generan enlaces químicos entre las proteínas y otras sustancias dentro de la muestra, lo que aumenta su rigidez. Los fijadores comunes incluyen formaldehído, etanol, metanol y/o ácido pícrico. Se pueden incrustar trozos de tejido en cera de parafina para aumentar su resistencia mecánica y estabilidad y facilitar su corte en rodajas finas.

Did you mean:

Mordants are chemical agents which have power of making dyes to stain materials which otherwise are unsustainable

Los mordientes se clasifican en dos categorías:

a) Mordiente básico: reacciona con colorantes ácidos, p.e. alumbre, sulfato ferroso, cloruro de cetilpiridinio, etc.

b) Mordiente ácido: reacciona con colorantes básicos, p. ácido pícrico, ácido tánico, etc.

Tinción Directa: Se realiza sin mordiente.

Tinción Indirecta: Tinción con ayuda de un mordiente.

Cuadro Técnicas de retención indirecta y mordazas aplicadas en cada:

Sr. No.	Name of Indirect Staining Technique	Nombre del mordant aplicado
1.)	Gram's Staining	Yodo.
2.)	Cell Wall Staining a) Método de Ringer b.) Método de Dyar	10% Ácido Tannico 0,34% C.P.C
3.)	Flagella Staining a) El método de Leifson b.) Método de Loeffler	Ácido tannico en la mancha de Leifson El mordiente de Loeffler (20%Acido tánico)
4.)	Spirochete Staining a) Método de Fontana b.) El método de Becker	Fontana mordant(5%Tannic acid) Fontana mordant(5%Tannic acid)

Did you mean:

Permeabilization involves treatment of cells with (usually) a mild surfactant. This treatment dissolves cell membranes, and allows larger dye molecules into the cell 's interior.

El

montaje normalmente implica fijar las muestras a un portaobjetos de vidrio para su observación y análisis. En algunos casos, las células se pueden cultivar directamente en un portaobjetos. Para muestras de células sueltas (como en un frotis de sangre o una prueba de Papanicolaou), la muestra se puede aplicar directamente a un portaobjetos. Para trozos de tejido más grandes, se hacen secciones delgadas (rebanadas) utilizando un micrótomo; Estas rebanadas luego se pueden montar e inspeccionar.

Estandarización

La mayoría de los tintes comúnmente utilizados en microscopía están disponibles como tinciones certificadas por el BSC. Esto significa que las muestras del lote del fabricante han sido analizadas por un organismo independiente, la Biological Stain Commission (BSC), y se ha determinado que cumplen o superan ciertos estándares de pureza, contenido de tinte y rendimiento. en técnicas de tinción que garantizan experimentos realizados con mayor precisión y resultados más confiables. Estos estándares se publican en la revista Biotechnic & Histoquímica. Muchos tintes tienen una composición inconsistente de un proveedor a otro. El uso de tintes certificados por BSC elimina una fuente de resultados inesperados.

Did you mean:

Some vendors sell stains "certified#34; by themselves rather than by the Biological Stain Commission. Such products may or may not be suitable for diagnostic and other applications.

Tinción negativa

Un método de tinción simple para bacterias que generalmente tiene éxito, incluso cuando los métodos de tinción positivos fallan, es utilizar una tinción negativa. Esto se puede lograr untando la muestra sobre el portaobjetos y luego aplicando nigrosina (un tinte sintético negro) o tinta china (una suspensión acuosa de partículas de carbón). Después del secado, los microorganismos pueden verse en microscopía de campo brillante como inclusiones más claras que contrastan con el ambiente oscuro que los rodea. La tinción negativa puede teñir el fondo en lugar de los organismos porque la pared celular de los microorganismos suele tener una carga negativa que repele la tinción cargada negativamente. Los tintes utilizados en la tinción negativa son ácidos. Nota: la tinción negativa es una técnica suave que puede no destruir los microorganismos y, por lo tanto, no es adecuada para estudiar patógenos.

Tinción positiva

A diferencia de la tinción negativa, la tinción positiva utiliza tintes básicos para colorear la muestra sobre un fondo brillante. Si bien el cromóforo se utiliza tanto para tinciones negativas como positivas, el tipo de cromóforo utilizado en esta técnica es un ion cargado positivamente en lugar de uno negativo. La pared celular cargada negativamente de muchos microorganismos atrae al cromóforo cargado positivamente, lo que hace que la muestra absorba el tinte dándole el color del tinte que se está utilizando. La tinción positiva se utiliza más comúnmente que la tinción negativa en microbiología. Los diferentes tipos de tinción positiva se enumeran a continuación.

Did you mean:

Simple vs differential

La tinción simple es una técnica que solo utiliza un tipo de tinte en un portaobjetos a la vez. Debido a que solo se utiliza un tinte, las muestras (para tintes positivos) o el fondo (para tintes negativos) serán de un color. Por lo tanto, las tinciones simples generalmente se usan para observar solo un organismo por portaobjetos. La tinción diferencial utiliza múltiples tinciones por portaobjetos. Según las tinciones que se utilicen, los organismos con diferentes propiedades aparecerán en diferentes colores, lo que permitirá la categorización de múltiples muestras. La tinción diferencial también se puede utilizar para colorear diferentes orgánulos dentro de un organismo, lo que se puede observar en la tinción de endosporas.

Tipos

Tipos de técnicas de tinción

Sr. No.	Staining Technique	Preparación	Aplicación	Resultado
1.	Simple (Monocromo)	Mancha de mancha con tinte. Por ejemplo. Metileno azul, Safranin°≤×←→ etc.	Se utiliza para destacar microbios e ilustrar celular formas y arreglos.	Los organismos se manchan en el color de la mancha aplicada
2.	Negativo (Relief)	Smear mezclado con Nigrosin y diseminado en película delgada	Morfología de la célula de estudio	El organismo está manchado, el fondo es negro
3	Gram	Mancha primaria: violeta de cristal aplicada a la película luego tratada con yodo (mordiente), alcohol (decolorante) y contra manchada con safranin	Caracteriza bacterias en uno de dos grupos, Gram positivo o Gram negativo	Gram positivo aparece púrpura en color La graduación negativa aparece rosa en color
4	Ácido rápido (técnica Zehl-Neelsen)	Película manchada con Z.N.C.F. caliente decolorada (acid-alcohol) y contra mancha con azul metileno	Bacterias rápidas de ácido no decolorada separadas que no se decoloran a partir de bacterias rápidas no ácidos colorizadas	Bacterias rápidas ácidas: Rojo No ácido rápido: Azul
5	Endospore (método de Dornor)	Tinte principal Calor verde malachito fijo para penetrar esporas; células vegetativas se contraten con Safranin	Detecta la presencia de endosporas en seis géneros de bacterias	Endospores: Verde Células vegetales: Rojo
6	Cápsula A: Método Hiss (Técnica Positiva) B: Técnica de Manevals (Negativo)	manchado con la mancha de la suya después del tratamiento con el sulfato de cobre Suspensión bacteriana mezclada con rojo Congo y la mancha de Maneval se aplica	Las cápsulas se pueden observar como zonas claras que rodean las células de las bacterias capsuladas y se utilizan para demostrar la presencia de cápsulas.	Cápsula: violeta de luz / color pálido Bacterias: Cápsula púrpura, célula bacteriana, Se destaca en el fondo oscuro
7	Muro celular (método de Dar)	Smear tratada con C.P.C. que se disocia para formar cetyl pyridinium cargado positivamente y iones de cloruro cargados negativamente. Los iones cargados positivamente son adsorbidos en la pared celular cargada negativamente	Pared de células de bacterias	Muro celular: Citoplasma rojo: Azul
8	Flagella (método de Leifson)	Mordant actúa para espesar la flagella antes de manchar y aumenta la visibilidad microscópicamente cuando se mancha con la mancha de Leifson	Demuestra la presencia de flagella	Flagella: Células vegetales rojas: Azul
9	Material nuclear	Smear es tratado para la hidrólisis para liberar purinas de ADN, purinas para causar el cambio de forma furanosa a aldehído. Los grupos de aldehído están disponibles para reaccionar con el reagente de schiff para formar compuestos adicionales.	Para demostrar la presencia de ADN en la célula. Pero para la detección del ADN, el ARN debe ser destruido selectivamente por hidrolisis ácido sin afectar el ADN	Material nuclear púrpura rojizo, Cytoplasma incoloro
10	gránulos metacromáticos (método de Alberts)	El smear se trata primero con cloroformo para eliminar grasas. Smear aplicado con la mancha de Alberts que contiene tintes cationicos como toluidina azul y verde malachito. Toluidina azul mancha preferentemente gránulos mientras manchas verdes malachite citoplasma.	Los gránulos muestran la típica naturaleza monocromática, esto se utiliza para demostrar gránulos	Granulos: negro azulado, citoplasma: verde
11	Lípidos intracelulares (método de Burdon)	Los lípidos están manchados con tintes solubles de grasa como el negro Sudán. En aplicación de los tintes negros-B de Sudán se mueven en lípidos y se mantienen allí mientras el citoplasma es contra manchado con safranina.	Detectar la presencia de lípidos en pared celular, membrana celular o glóbulos de grasa (PHB en citoplasma)	Gránulos Lipid: Azul profundo, Citoplasma: Rosa de luz
12	Polysaccharide (Metodología Hotch kuss)	El polisacárido es oxidado con el periodato para formar polialdehído que reacciona con los reactivos de Schiff a color rojo, mientras que el citoplasma es contra manchado con verde malachito	Detecta la acumulación de gránulos polisacáridos en las células	Polysaccharide: Rojo Citoplasma: Verde

Técnicas

Gramo

La tinción de Gram se utiliza para determinar el estado de Gram y clasificar las bacterias en términos generales según la composición de su pared celular. La tinción de Gram utiliza cristal violeta para teñir las paredes celulares, yodo (como mordiente) y una contratinción de fucsina o safranina para (marcar todas las bacterias). El estado de Gram ayuda a dividir las muestras de bacterias en dos grupos, generalmente representativos de su filogenia subyacente. Esta característica, en combinación con otras técnicas, la convierte en una herramienta útil en los laboratorios de microbiología clínica, donde puede ser importante en la selección temprana de antibióticos apropiados.

En la mayoría de las preparaciones teñidas con Gram, los organismos Gram negativos aparecen rojos o rosados debido a su contratinción. Debido a la presencia de un mayor contenido de lípidos, después del tratamiento con alcohol, la porosidad de la pared celular aumenta, por lo que el complejo CVI (cristal violeta – yodo) puede atravesarla. Por tanto, la tinción primaria no se conserva. Además, a diferencia de la mayoría de las bacterias Gram positivas, las bacterias Gram negativas tienen sólo unas pocas capas de peptidoglicano y una membrana celular secundaria compuesta principalmente de lipopolisacárido.

Endospora

La tinción de endosporas se utiliza para identificar la presencia o ausencia de endosporas, que hacen que las bacterias sean muy difíciles de matar. Las esporas bacterianas han demostrado ser difíciles de teñir ya que no son permeables a los reactivos colorantes acuosos. La tinción de endosporas es particularmente útil para identificar patógenos bacterianos formadores de endosporas, como Clostridium difficile. Antes del desarrollo de métodos más eficientes, esta tinción se realizaba utilizando el método de Wirtz con fijación por calor y contratinción. Mediante el uso de verde de malaquita y una proporción diluida de carbolfucsina, fijar bacterias en ácido ósmico fue una excelente manera de garantizar que no se mezclen tintes. Sin embargo, los métodos de tinción recientemente revisados han reducido significativamente el tiempo necesario para crear estas tinciones. Esta revisión incluyó la sustitución de carbolfucsina por safranina acuosa combinada con una fórmula recién diluida al 5% de verde malaquita. Esta nueva y mejorada composición de tintes se realizó de la misma manera que antes con el uso de fijación por calor, enjuague y secado para su posterior examen. Tras el examen, todas las bacterias formadoras de endosporas se teñirán de verde y todas las demás células aparecerán de color rojo.

Ziehl-Neelsen

Una tinción de Ziehl-Neelsen es una tinción acidorresistente que se utiliza para teñir especies de Mycobacterium tuberculosis que no se tiñen con los procedimientos de tinción de laboratorio estándar, como la tinción de Gram.

Esta tinción se realiza mediante el uso de carbolfucsina de color rojo que tiñe las bacterias y una tinción contraria como el azul de metileno.

Hematoxilina y eosina (H&E)

La tinción con hematoxilina y eosina se utiliza con frecuencia en histología para examinar secciones finas de tejido. La hematoxilina tiñe de azul los núcleos celulares, mientras que la eosina tiñe el citoplasma, el tejido conectivo y otras sustancias extracelulares de rosa o rojo. La eosina es fuertemente absorbida por los glóbulos rojos, coloreándolos de color rojo brillante. En una preparación H&E elaborada con habilidad, los glóbulos rojos son casi anaranjados, y el colágeno y el citoplasma (especialmente el músculo) adquieren diferentes tonos de rosa.

Papanicolau

La tinción de Papanicolaou, o tinción PAP, se desarrolló para reemplazar la citología por aspiración con aguja fina (PAAF) con la esperanza de reducir los tiempos de tinción y el costo sin comprometer la calidad. Esta tinción es un método utilizado con frecuencia para examinar muestras de células de una variedad de tipos de tejidos en varios órganos. La tinción PAP ha sufrido varias modificaciones para convertirse en una “alternativa adecuada” a la FNAC. Esta transición surgió de la apreciación de los frotis húmedos fijos por parte de los científicos que preservaban las estructuras de los núcleos en oposición a la apariencia opaca de los frotis de Romanowsky secados al aire. Esto llevó a la creación de una tinción híbrida de fijación húmeda y secado al aire conocida como tinción de Papanicolaou ultrarrápida. Esta modificación incluye el uso de solución salina nasal para rehidratar las células y aumentar la transparencia celular y se combina con el uso de formalina alcohólica para realzar los colores de los núcleos. La tinción de Papanicolaou ahora se utiliza en lugar de la tinción citológica en todos los tipos de órganos debido a su aumento en la calidad morfológica, menor tiempo de tinción y menor costo. Se utiliza con frecuencia para teñir muestras de prueba de Papanicolaou. Utiliza una combinación de hematoxilina, Naranja G, eosina Y, Verde Claro SF amarillento y, en ocasiones, Marrón Bismarck Y.

PAS

El ácido periódico de Schiff es una tinción histológica especial que se utiliza para marcar los carbohidratos (glucógeno, glicoproteína, proteoglicanos). El PAS se usa comúnmente en el tejido hepático donde se producen los depósitos de glucógeno, lo que se realiza en un esfuerzo por distinguir diferentes tipos de enfermedades por almacenamiento de glucógeno. El PAS es importante porque puede detectar gránulos de glucógeno que se encuentran en tumores de ovarios y páncreas del sistema endocrino, así como en la vejiga y los riñones del sistema renal. Las membranas basales también pueden aparecer en una tinción PAS y pueden ser importantes a la hora de diagnosticar una enfermedad renal. Debido al gran volumen de carbohidratos dentro de la pared celular de las hifas y las levaduras de los hongos, la tinción con ácido periódico-Schiff puede ayudar a localizar estas especies dentro de muestras de tejido del cuerpo humano.

Masón

El tricrómico de Masson es (como su nombre indica) un protocolo de tinción de tres colores. La receta ha evolucionado a partir de la técnica original de Masson para diferentes aplicaciones específicas, pero todas son adecuadas para distinguir las células del tejido conectivo circundante. La mayoría de las recetas producen queratina y fibras musculares rojas, tinción azul o verde del colágeno y hueso, tinción roja clara o rosada del citoplasma y núcleos celulares negros.

Romanowsky

La tinción de Romanowsky se considera una tinción de efecto policromado y se basa en una combinación de eosina plus (eosina químicamente reducida) y azul de metileno desmetilado (que contiene sus productos de oxidación azul A y azul B). Esta tinción desarrolla colores variables para todas las estructuras celulares (“efecto Romanowsky-Giemsa) y, por lo tanto, se usó para teñir polimorfos de neutrófilos y núcleos celulares. Las variantes comunes incluyen la tinción de Wright, la tinción de Jenner, la tinción de May-Grunwald, la tinción de Leishman y la tinción de Giemsa.

Todos se utilizan para examinar muestras de sangre o médula ósea. Se prefieren a H&E para la inspección de células sanguíneas porque se pueden distinguir fácilmente diferentes tipos de leucocitos (glóbulos blancos). Todos también son adecuados para el análisis de sangre para detectar parásitos transmitidos por la sangre, como la malaria.

Plata

La tinción con plata es el uso de plata para teñir secciones histológicas. Este tipo de tinción es importante en la demostración de proteínas (por ejemplo, colágeno tipo III) y ADN. Se utiliza para mostrar tanto sustancias dentro como fuera de las células. La tinción con plata también se utiliza en la electroforesis en gel con gradiente de temperatura.

Las células argentafinas reducen la solución de plata a plata metálica después de la fijación con formalina. Este método fue descubierto por el italiano Camillo Golgi, mediante el uso de una reacción entre nitrato de plata y dicromato de potasio, precipitando así el cromato de plata en algunas células (ver método de Golgi). Las células argirófilas reducen la solución de plata a plata metálica después de ser expuestas al tinte que contiene un reductor. Un ejemplo de esto sería la hidroquinona o la formalina.

Sudán

La tinción de Sudán utiliza tintes de Sudán para teñir sustancias sudanófilas, que a menudo incluyen lípidos. A menudo se utilizan Sudan III, Sudan IV, Oil Red O, tetróxido de osmio y Sudan Black B. La tinción de Sudán se utiliza a menudo para determinar el nivel de grasa fecal en el diagnóstico de esteatorrea.

Wirtz-Conklin

La tinción de Wirtz-Conklin es una técnica especial diseñada para teñir endosporas verdaderas con el uso de tinte verde malaquita como tinción principal y safranina como contratinción. Una vez teñidos, no se decoloran. La adición de calor durante el proceso de tinción es un factor que contribuye enormemente. El calor ayuda a abrir la membrana de la espora para que pueda entrar el tinte. El objetivo principal de esta tinción es mostrar la germinación de esporas bacterianas. Si se está llevando a cabo el proceso de germinación, la espora se volverá verde debido al verde de malaquita y la célula circundante se volverá roja debido a la safranina. Esta tinción también puede ayudar a determinar la orientación de la espora dentro de la célula bacteriana; ya sea terminal (en la punta), subterminal (dentro de la célula) o central (completamente en el medio de la célula).

Péptido hibridador de colágeno

La tinción con péptido hibridador de colágeno (CHP) permite una manera fácil y directa de teñir colágenos desnaturalizados de cualquier tipo (Tipo I, II, IV, etc.) independientemente de si fueron dañados o degradados por vía enzimática, mecánica, química o medios térmicos. Funcionan replegándose en la triple hélice de colágeno con las hebras individuales disponibles en el tejido. Los CHP se pueden visualizar con un simple microscopio de fluorescencia.

Manchas biológicas comunes

Diferentes tintes reaccionan o se concentran en diferentes partes de una célula o tejido, y estas propiedades se aprovechan para revelar partes o áreas específicas. Algunas de las tinciones biológicas más comunes se enumeran a continuación. A menos que se indique lo contrario, todos estos tintes pueden usarse con células y tejidos fijos; Se indican los tintes vitales (adecuados para su uso con organismos vivos).

Naranja de acridina

El naranja de acridina (AO) es un colorante catiónico fluorescente selectivo de ácido nucleico útil para la determinación del ciclo celular. Es permeable a las células e interactúa con el ADN y el ARN mediante intercalación o atracciones electrostáticas. Cuando se une al ADN, es espectralmente muy similar a la fluoresceína. Al igual que la fluoresceína, también es útil como colorante no específico para retroiluminar células teñidas convencionalmente en la superficie de una muestra sólida de tejido (tinción con retroiluminación fluorescente).

Marrón Bismarck

El marrón Bismarck (también marrón Bismarck Y o marrón Manchester) imparte un color amarillo a las mucinas ácidas. y un color marrón intenso a los mastocitos. Un defecto de esta mancha es que borra cualquier otra estructura que la rodee y reduce la calidad del contraste. Tiene que combinarse con otros tintes para que sea útil. Algunas tinciones complementarias utilizadas junto con el marrón Bismark son la hematoxilina y el azul de toluidina, que proporcionan un mejor contraste dentro de la muestra histológica.

Carmín

El carmín es un tinte rojo intenso que se utiliza para teñir el glucógeno, mientras que el alumbre carmín es un tinte nuclear. Los tintes de carmín requieren el uso de un mordiente, normalmente aluminio.

Azul Coomassie

El azul de Coomassie (también azul brillante) tiñe de forma no específica las proteínas con un color azul fuerte. Se utiliza a menudo en electroforesis en gel.

Violeta de cresilo

El violeta de cresilo tiñe los componentes ácidos del citoplasma neuronal de color violeta, específicamente los cuerpos de Nissl. A menudo se utiliza en la investigación del cerebro.

Cristal violeta

El cristal violeta, cuando se combina con un mordiente adecuado, tiñe las paredes celulares de color púrpura. El violeta cristal es el colorante utilizado en la tinción de Gram.

DAPI

DAPI es una tinción nuclear fluorescente, excitada por la luz ultravioleta y que muestra una fuerte fluorescencia azul cuando se une al ADN. DAPI se une a repeticiones de cromosomas ricas en A=T. DAPI tampoco es visible con microscopía de transmisión normal. Puede utilizarse en células vivas o fijas. Las células teñidas con DAPI son especialmente apropiadas para el recuento celular.

Eosina

La eosina se utiliza con mayor frecuencia como contratinción de la hematoxilina, impartiendo un color rosado o rojo al material citoplasmático, las membranas celulares y algunas estructuras extracelulares. También imparte un color rojo fuerte a los glóbulos rojos. La eosina también se puede utilizar como contratinción en algunas variantes de la tinción de Gram y en muchos otros protocolos. En realidad, existen dos compuestos muy estrechamente relacionados a los que comúnmente se hace referencia como eosina. La más utilizada es la eosina Y (también conocida como eosina Y ws o eosina amarillenta); tiene un tono muy ligeramente amarillento. El otro compuesto de eosina es la eosina B (eosina azulada o roja imperial); tiene un tono azulado muy tenue. Los dos tintes son intercambiables, y el uso de uno u otro es más una cuestión de preferencia y tradición.

Bromuro de etidio

El bromuro de etidio se intercala y tiñe el ADN, proporcionando una tinción fluorescente de color rojo anaranjado. Aunque no tiñe células sanas, puede usarse para identificar células que se encuentran en las etapas finales de la apoptosis; dichas células tienen membranas mucho más permeables. En consecuencia, el bromuro de etidio se utiliza a menudo como marcador de apoptosis en poblaciones de células y para localizar bandas de ADN en electroforesis en gel. La tinción también se puede utilizar junto con naranja de acridina (AO) en el recuento de células viables. Esta tinción combinada EB/AO hace que las células vivas tengan una fluorescencia verde, mientras que las células apoptóticas conservan la fluorescencia distintiva de color rojo anaranjado.

Fucsina ácida

La fucsina ácida se puede utilizar para teñir el colágeno, el músculo liso o las mitocondrias. La fucsina ácida se utiliza como colorante nuclear y citoplasmático en el método tricrómico de Mallory. La fucsina ácida tiñe el citoplasma en algunas variantes del tricrómico de Masson. En la picrofucsina de Van Gieson, la fucsina ácida imparte su color rojo a las fibras de colágeno. La fucsina ácida también es un colorante tradicional para las mitocondrias (método de Altmann).

Hematoxilina

La hematoxilina (hematoxilina en América del Norte) es una tinción nuclear. Utilizado con un mordiente, la hematoxilina tiñe los núcleos de color azul violeta o marrón. Se utiliza con mayor frecuencia con eosina en la tinción H&E (hematoxilina y eosina), uno de los procedimientos más comunes en histología.

Manchas de Hoechst

Hoechst es un compuesto derivado de bis-bencimidazol que se une al surco menor del ADN. Utilizadas a menudo en microscopía de fluorescencia para la tinción de ADN, las tinciones de Hoechst aparecen de color amarillo cuando se disuelven en soluciones acuosas y emiten luz azul bajo excitación ultravioleta. Hay dos tipos principales de Hoechst: Hoechst 33258 y Hoechst 33342. Los dos compuestos son funcionalmente similares, pero con una pequeña diferencia en estructura. Hoechst 33258 contiene un grupo hidroxilo terminal y, por lo tanto, es más soluble en solución acuosa; sin embargo, esta característica reduce su capacidad para penetrar la membrana plasmática. Hoechst 33342 contiene una sustitución de etilo en el grupo hidroxilo terminal (es decir, un grupo éter etílico), lo que lo hace más hidrofóbico para facilitar el paso a la membrana plasmática.

Yodo

El yodo se utiliza en química como indicador de almidón. Cuando se mezcla almidón con yodo en solución, se desarrolla un color azul intensamente oscuro, que representa un complejo almidón/yodo. El almidón es una sustancia común a la mayoría de las células vegetales, por lo que una solución débil de yodo manchará el almidón presente en las células. El yodo es un componente de la técnica de tinción conocida como tinción de Gram, utilizada en microbiología. Utilizado como mordiente en la tinción de Gram, el yodo favorece la entrada del tinte a través de los poros presentes en la pared/membrana celular.

Did you mean:

Lugol 's solution or Lugol 's iodine (IKI) is a brown solution that turns black in the presence of starches and can be used as a cell stain, making the cell nuclei more visible.

Utilizada con vinagre común (ácido acético), la solución de Lugol se utiliza para identificar cambios precancerosos y cancerosos en los tejidos cervicales y vaginales durante la prueba de Papanicolaou. exámenes de seguimiento en preparación para la biopsia. El ácido acético hace que las células anormales palidezcan de color blanco, mientras que los tejidos normales se tiñen de un marrón caoba debido al yodo.

Verde malaquita

El verde malaquita (también conocido como verde diamante B o verde victoria B) se puede utilizar como contratinción azul verdosa de la safranina en la técnica de tinción de Giménez para bacterias. También se puede utilizar para teñir directamente las esporas.

Verde de metilo

El verde de metilo se usa comúnmente con microscopios de campo brillante y de fluorescencia para teñir la cromatina de las células para que se puedan ver más fácilmente.

Azul de metileno

El azul de metileno se utiliza para teñir células animales, como las células de las mejillas humanas, para hacer que sus núcleos sean más observables. También se utiliza para teñir extensiones de sangre en citología.

Rojo neutro

El rojo neutro (o rojo de toluileno) tiñe el rojo de sustancia Nissl. Suele utilizarse como contratinción en combinación con otros tintes.

Azul Nilo

El azul del Nilo (o azul del Nilo A) tiñe los núcleos de azul. Puede usarse con células vivas.

Roja del Nilo

(feminine)

El rojo del Nilo (también conocido como oxazona azul del Nilo) se forma hirviendo el azul del Nilo con ácido sulfúrico. Esto produce una mezcla de rojo Nilo y azul Nilo. El rojo Nilo es una tinción lipófila; se acumulará en los glóbulos de lípidos dentro de las células, tiñéndolas de rojo. El rojo del Nilo se puede utilizar con células vivas. Tiene una fuerte fluorescencia cuando se divide en lípidos, pero prácticamente no emite ninguna fluorescencia en solución acuosa.

Did you mean:

Osmium tetroxide (formal name: osmium tetroxide)

Did you mean:

Osmium tetroxide is used in optical microscopy to stain lipids. It dissolves in fats, and is reduced by organic materials to elemental osmium, an easily visible black substance.

Yoduro de propidio

El yoduro de propidio es un agente intercalante fluorescente que se puede utilizar para teñir células. El yoduro de propidio se utiliza como tinción de ADN en citometría de flujo para evaluar la viabilidad celular o el contenido de ADN en el análisis del ciclo celular, o en microscopía para visualizar el núcleo y otros orgánulos que contienen ADN. El yoduro de propidio no puede atravesar la membrana de las células vivas, por lo que es útil para diferenciar células necróticas, apoptóticas y sanas. El PI también se une al ARN, lo que requiere tratamiento con nucleasas para distinguir entre tinción de ARN y ADN.

Rodamina

La rodamina es una tinción fluorescente específica de proteína comúnmente utilizada en microscopía de fluorescencia.

Did you mean:

Safranin

La safranina (o Safranina O) es un tinte catiónico rojo. Se une a los núcleos (ADN) y otros polianiones tisulares, incluidos los glucosaminoglicanos en el cartílago y los mastocitos, y a los componentes de la lignina y los plastidios en los tejidos vegetales. La safranina no debe confundirse con el azafrán, un costoso tinte natural que se utiliza en algunos métodos para impartir un color amarillo al colágeno, para contrastar con los colores azul y rojo impartidos por otros tintes a los núcleos y el citoplasma de los tejidos animales (incluidos los humanos).

Did you mean:

The incorrect spelling "safranin#34; is in common use. The -ine ending is appropriate for safranin O because this dye is an amine.

Sostenibilidad de los tejidos

Los tejidos que captan las manchas se denominan cromáticos. Los cromosomas recibieron ese nombre debido a su capacidad para absorber una tinción violeta.

La afinidad positiva por una mancha específica puede designarse mediante el sufijo -philic. Por ejemplo, los tejidos que se tiñen con un tinte azul pueden denominarse azurófilos. Esto también se puede utilizar para propiedades de tinción más generalizadas, como acidófilas para tejidos que se tiñen con tinciones ácidas (sobre todo eosina), basófilas cuando se tiñen con tintes básicos y anfófilas cuando se tiñen con tintes ácidos o básicos. tintes. Por el contrario, los tejidos cromófobos no absorben fácilmente el tinte coloreado.

Microscopía electrónica

Al igual que en la microscopía óptica, las tinciones se pueden utilizar para mejorar el contraste en la microscopía electrónica de transmisión. Normalmente se utilizan compuestos de metales pesados densos en electrones.

Ácido fosfotúngstico

El ácido fosfotúngstico es un colorante negativo común para virus, nervios, polisacáridos y otros materiales tisulares biológicos. Se utiliza principalmente en forma de ph del 5 al 2%, lo que lo hace neutro y se combina con agua para formar una solución acuosa. El ácido fosfotúngstico está lleno de materia densa en electrones que tiñe el fondo que rodea la muestra de oscuro y la propia muestra de color claro. Este proceso no es la técnica positiva normal para la tinción donde la muestra es oscura y el fondo permanece claro.

Tetróxido de osmio

El tetróxido de osmio se utiliza en microscopía óptica para teñir lípidos. Se disuelve en grasas y los materiales orgánicos lo reducen a osmio elemental, una sustancia negra fácilmente visible. Debido a que es un metal pesado que absorbe electrones, es quizás el tinte más común utilizado para la morfología en microscopía electrónica biológica. También se utiliza para la tinción de diversos polímeros para el estudio de su morfología mediante TEM. OsO
₄ es muy volátil y extremadamente tóxico. Es un agente oxidante fuerte ya que el osmio tiene un número de oxidación de +8. Oxida agresivamente muchos materiales, dejando un depósito de osmio no volátil en un estado de oxidación más bajo.

Tetróxido de rutenio

Did you mean:

Ruthenium tetroxide is equally volatile and even more aggressive than osmium tetroxide and able to stain even materials that resist the osmium stain, e.g. polyethylene.

Otros productos químicos utilizados en la tinción por microscopía electrónica incluyen: molibdato de amonio, yoduro de cadmio, carbohidrazida, cloruro férrico, hexamina, tricloruro de indio, nitrato de lantano(III), acetato de plomo, citrato de plomo, nitrato de plomo(II), ácido periódico, ácido fosfomolíbdico, ferricianuro de potasio, ferrocianuro de potasio, rojo de rutenio, plata nitrato, proteinato de plata, cloroaurato de sodio, nitrato de talio, tiosemicarbazida, acetato de uranilo, nitrato de uranilo y sulfato de vanadilo.