Síntesis de aminoácidos

La biosíntesis de aminoácidos es el conjunto de procesos bioquímicos (vías metabólicas) mediante los cuales se producen los aminoácidos. Los sustratos para estos procesos son diversos compuestos presentes en la dieta o en el medio de crecimiento del organismo. No todos los organismos son capaces de sintetizar todos los aminoácidos. Por ejemplo, los seres humanos pueden sintetizar 11 de los 20 aminoácidos estándar. Estos 11 se denominan aminoácidos no esenciales.

La mayoría de los aminoácidos se sintetizan a partir de α-cetoácidos y luego se transaminan a partir de otro aminoácido, generalmente glutamato. La enzima que participa en esta reacción es una aminotransferasa.

α-ketoacid + glutamato Ё amino acid + α-ketoglutarate

El glutamato en sí se forma por aminación del α-cetoglutarato:

α-ketoglutarate + NH⁺
₄ ‹ glutamato

La síntesis de aminoácidos de la familia α-cetoglutarato (síntesis de glutamato, glutamina, prolina y arginina) comienza con α-cetoglutarato, un intermediario en el ciclo del ácido cítrico. La concentración de α-cetoglutarato depende de la actividad y el metabolismo dentro de la célula, junto con la regulación de la actividad enzimática. En la citrato sintasa de E. coli, la enzima involucrada en la reacción de condensación que inicia el ciclo del ácido cítrico, es fuertemente inhibida por la inhibición por retroalimentación de α-cetoglutarato y puede ser inhibida por DPNH, así como por altas concentraciones de ATP. Esta es una de las regulaciones iniciales de la síntesis de aminoácidos de la familia α-cetoglutarato.

La regulación de la síntesis de glutamato a partir de α-cetoglutarato está sujeta al control regulatorio del ciclo del ácido cítrico, así como a la acción de masas dependiente de las concentraciones de los reactivos involucrados debido a la naturaleza reversible de las reacciones de transaminación y glutamato deshidrogenasa.

La conversión de glutamato a glutamina está regulada por la glutamina sintetasa (GS) y es un paso clave en el metabolismo del nitrógeno. Esta enzima está regulada por al menos cuatro mecanismos diferentes: 1. Represión y depresión debido a los niveles de nitrógeno; 2. Activación e inactivación debido a las formas enzimáticas (tensa y relajada); 3. Inhibición por retroalimentación acumulativa a través de los metabolitos del producto final; y 4. Alteraciones de la enzima debido a la adenilación y desadenilación. En medios ricos en nitrógeno o condiciones de crecimiento que contienen altas cantidades de amoníaco hay un bajo nivel de GS, mientras que en cantidades limitadas de amoníaco la actividad específica de la enzima es 20 veces mayor. La confirmación de la enzima juega un papel en la regulación dependiendo de si GS está en la forma tensa o relajada. La forma tensa de GS es completamente activa pero, la eliminación de manganeso convierte la enzima al estado relajado. El estado conformacional específico ocurre en función de la unión de cationes divalentes específicos y también está relacionado con la adenilación. La inhibición por retroalimentación de la GS se debe a una retroalimentación acumulativa debida a varios metabolitos, entre ellos el L-triptófano, la L-histidina, el AMP, el CTP, la glucosamina-6-fosfato y el carbamilfosfato, la alanina y la glicina. Un exceso de cualquier producto no inhibe individualmente la enzima, pero una combinación o acumulación de todos los productos finales tiene un fuerte efecto inhibidor sobre la síntesis de glutamina. La actividad de la glutamina sintasa también se inhibe a través de la adenilación. La actividad de adenilación es catalizada por la enzima bifuncional adenililtransferasa/eliminación de adenililo (AT/AR). La glutamina y una proteína reguladora llamada PII actúan juntas para estimular la adenilación.

La regulación de la biosíntesis de prolina puede depender del paso de control inicial a través de la inhibición por retroalimentación negativa. En E. coli, la prolina inhibe alostéricamente la glutamato 5-quinasa, que cataliza la reacción del L-glutamato a un intermediario inestable, el L-γ-glutamil fosfato.

La síntesis de arginina también utiliza retroalimentación negativa, así como represión a través de un represor codificado por el gen argR. El producto génico de argR, ArgR como aporrepresor y la arginina como correpresor afectan al operón de la biosíntesis de arginina. El grado de represión está determinado por las concentraciones de la proteína represora y el nivel de correpresor.

La fenilalanina, la tirosina y el triptófano, los aminoácidos aromáticos, surgen del corismato. El primer paso, la condensación del ácido 3-desoxi-D-arabino-heptulosónico 7-fosfato (DAHP) a partir de PEP/E4P, utiliza tres isoenzimas AroF, AroG y AroH. Cada una de ellas tiene su síntesis regulada a partir de tirosina, fenilalanina y triptófano, respectivamente. El resto de las enzimas de la vía común (conversión de DAHP a corismato) parecen sintetizarse de forma constitutiva, excepto la quinasa shikimato, que puede ser inhibida por el shikimato a través de una inhibición lineal de tipo mixto.

La tirosina y la fenilalanina se biosintetizan a partir del prefenato, que se convierte en un intermediario específico de aminoácidos. Este proceso está mediado por una corismato mutasa-prefenato deshidrogenasa específica de la fenilalanina (PheA) o la tirosina (TyrA). La PheA utiliza una deshidrogenasa simple para convertir el prefenato en fenilpiruvato, mientras que la TyrA utiliza una deshidrogenasa dependiente de NAD para producir 4-hidroxifenilpiruvato. Tanto la PheA como la TyrA son inhibidas por retroalimentación por sus respectivos aminoácidos. La tirosina también puede ser inhibida a nivel transcripcional por el represor TyrR. TyrR se une a las cajas TyrR en el operón cerca del promotor del gen que desea reprimir.

La biosíntesis del triptófano implica la conversión del corismato en antranilato mediante la enzima antranilato sintasa. Esta enzima requiere glutamina como donante del grupo amino o el propio amoníaco. La antranilato sintasa está regulada por los productos genéticos de trpE y trpG. trpE codifica la primera subunidad, que se une al corismato y mueve el grupo amino del donante al corismato. trpG codifica la segunda subunidad, que facilita la transferencia del grupo amino desde la glutamina. La antranilato sintasa también está regulada por inhibición por retroalimentación: el triptófano es un correpresor del represor TrpR.

La familia de aminoácidos oxaloacetato/aspartato está compuesta por lisina, asparagina, metionina, treonina e isoleucina. El aspartato se puede convertir en lisina, asparagina, metionina y treonina. La treonina también da lugar a isoleucina.

Las enzimas asociadas están sujetas a regulación a través de inhibición y/o represión por retroalimentación a nivel genético. Como es típico en vías metabólicas muy ramificadas, se produce una regulación adicional en cada punto de ramificación de la vía. Este tipo de esquema regulador permite controlar el flujo total de la vía del aspartato además del flujo total de aminoácidos individuales. La vía del aspartato utiliza ácido L-aspártico como precursor para la biosíntesis de una cuarta parte de los aminoácidos básicos.

La biosíntesis del aspartato implica con frecuencia la transaminación del oxaloacetato.

La enzima aspartatoquinasa, que cataliza la fosforilación del aspartato e inicia su conversión en otros aminoácidos, se puede dividir en tres isoenzimas: AK-I, II y III. La AK-I es inhibida por retroalimentación por la treonina, mientras que la AK-II y III son inhibidas por la lisina. Como nota al margen, la AK-III cataliza la fosforilación del ácido aspártico, que es el paso comprometido en esta vía biosintética. La aspartatoquinasa se regula a la baja por la presencia de treonina o lisina.

La lisina se sintetiza a partir del aspartato a través de la vía del diaminopimelato (DAP). Las dos etapas iniciales de la vía del DAP son catalizadas por la aspartoquinasa y la aspartato semialdehído deshidrogenasa. Estas enzimas desempeñan un papel clave en la biosíntesis de lisina, treonina y metionina. Existen dos aspartoquinasas/homoserina deshidrogenasas bifuncionales, ThrA y MetL, además de una aspartoquinasa monofuncional, LysC. La transcripción de los genes de la aspartoquinasa está regulada por las concentraciones de los aminoácidos producidos posteriormente, lisina, treonina y metionina. Cuanto mayor sea la concentración de estos aminoácidos, menos se transcribe el gen. La ThrA y la LysC también son inhibidas por retroalimentación por la treonina y la lisina. Finalmente, la descarboxilasa DAP LysA media el último paso de la síntesis de lisina y es común para todas las especies bacterianas estudiadas. La formación de la aspartato quinasa (AK), que cataliza la fosforilación del aspartato e inicia su conversión en otros aminoácidos, también es inhibida tanto por la lisina como por la treonina, lo que impide la formación de los aminoácidos derivados del aspartato. Además, altas concentraciones de lisina inhiben la actividad de la dihidrodipicolinato sintasa (DHPS). Por lo tanto, además de inhibir la primera enzima de la ruta biosintética de las familias del aspartato, la lisina también inhibe la actividad de la primera enzima después del punto de ramificación, es decir, la enzima que es específica para la propia síntesis de lisina.

La biosíntesis de la asparagina se origina a partir del aspartato mediante una enzima transaminasa. La enzima asparagina sintetasa produce asparagina, AMP, glutamato y pirofosfato a partir de aspartato, glutamina y ATP. En la reacción de la asparagina sintetasa, se utiliza ATP para activar el aspartato, formando β-aspartil-AMP. La glutamina dona un grupo amonio, que reacciona con β-aspartil-AMP para formar asparagina y AMP libre.

En las bacterias se encuentran dos asparaginas sintetasas, ambas denominadas proteína AsnC. Están codificadas por los genes AsnA y AsnB. La AsnC se regula de forma autógena, es decir, el producto de un gen estructural regula la expresión del operón en el que residen los genes. La asparagina inhibe el efecto estimulante de la AsnC sobre la transcripción de AsnA, pero la autorregulación de la AsnC no se ve afectada por la asparagina.

La biosíntesis por vía de transulfuración comienza con el ácido aspártico. Las enzimas relevantes incluyen aspartoquinasa, aspartato-semialdehído deshidrogenasa, homoserina deshidrogenasa, homoserina O-transsuccinilasa, cistationina-γ-sintasa, cistationina-β-liasa (en los mamíferos, este paso lo realiza la homocisteína metiltransferasa o betaína, homocisteína S-metiltransferasa).

La biosíntesis de metionina está sujeta a una estricta regulación. La proteína represora MetJ, en cooperación con la proteína correpresora S-adenosil-metionina, media la represión de la biosíntesis de metionina. El regulador MetR es necesario para la expresión de los genes MetE y MetH y funciona como un transactivador de la transcripción de estos genes. La actividad transcripcional de MetR está regulada por la homocisteína, que es el precursor metabólico de la metionina. También se sabe que la vitamina B12 puede reprimir la expresión del gen MetE, que está mediada por la holoenzima MetH.

En plantas y microorganismos, la treonina se sintetiza a partir del ácido aspártico a través del α-aspartil-semialdehído y la homoserina. La homoserina sufre una fosforilación en O; este éster de fosfato sufre una hidrólisis concomitante con la reubicación del grupo OH. Las enzimas implicadas en una biosíntesis típica de la treonina incluyen la aspartoquinasa, la β-aspartato semialdehído deshidrogenasa, la homoserina deshidrogenasa, la homoserina quinasa y la treonina sintasa.

La biosíntesis de treonina se regula a través de la regulación alostérica de su precursor, la homoserina, mediante la alteración estructural de la enzima homoserina deshidrogenasa. Esta reacción se produce en un punto clave de la vía, en el que el sustrato homoserina actúa como precursor de la biosíntesis de lisina, metionina, treonina e isoleucina. Los niveles elevados de treonina dan lugar a niveles bajos de síntesis de homoserina. La síntesis de la aspartato quinasa (AK), que cataliza la fosforilación del aspartato e inicia su conversión en otros aminoácidos, es inhibida por retroalimentación por la lisina, la isoleucina y la treonina, lo que impide la síntesis de los aminoácidos derivados del aspartato. Así, además de inhibir la primera enzima de la vía biosintética de la familia del aspartato, la treonina también inhibe la actividad de la primera enzima después del punto de ramificación, es decir, la enzima que es específica para la propia síntesis de treonina.

En las plantas y los microorganismos, la isoleucina se biosintetiza a partir del ácido pirúvico y el alfa-cetoglutarato. Las enzimas implicadas en esta biosíntesis incluyen la acetolactato sintasa (también conocida como acetohidroxiácido sintasa), la acetohidroxiácido isomeroreductasa, la dihidroxiácido deshidratasa y la valina aminotransferasa.

En términos de regulación, las enzimas treonina desaminasa, dihidroxiácido deshidrasa y transaminasa están controladas por la regulación del producto final, es decir, la presencia de isoleucina regula negativamente la biosíntesis de treonina. Las altas concentraciones de isoleucina también dan lugar a la regulación negativa de la conversión de aspartato en el intermediario aspartil-fosfato, deteniendo así la biosíntesis de lisina, metionina, treonina e isoleucina.

En E. coli, la biosíntesis comienza con la fosforilación de 5-fosforribosil-pirofosfato (PRPP), catalizada por la ATP-fosforribosil transferasa. El fosforribosil-ATP se convierte en fosforribosil-AMP (PRAMP). Luego, His4 cataliza la formación de fosforribosilformimino-AICAR-fosfato, que luego se convierte en fosforibulosilformimino-AICAR-P por el producto del gen His6. His7 divide el fosforibulosilformimino-AICAR-P para formar D-eritro-imidazol-glicerol-fosfato. Después, His3 forma imidazol-acetol-fosfato liberando agua. Luego, His5 produce L-histidinol-fosfato, que luego es hidrolizado por His2, produciendo histidinol. La his4 cataliza la oxidación de L-histidinal para formar L-histidinal, un aminoaldehído. En el último paso, el L-histidinal se convierte en L-histidina.

En general, la biosíntesis de histidina es muy similar en plantas y microorganismos.

HisG → HisE/HisI → HisA → HisH → HisF → HisB → HisC → HisB → HisD (HisE/I y HisB son enzimas bifuncionales)

Las enzimas están codificadas en el operón His. Este operón tiene un bloque diferenciado de la secuencia líder, llamado bloque 1:

Met-Thr-Arg-Val-Gln-Phe-Lys-Su-Su-Su-Su-Su-Su-Su-Su-Pro-Asp

Esta secuencia líder es importante para la regulación de la histidina en E. coli. El operón His opera bajo un sistema de regulación coordinada donde todos los productos génicos serán reprimidos o deprimidos por igual. El factor principal en la represión o desrepresión de la síntesis de histidina es la concentración de ARNt cargados con histidina. La regulación de la histidina es en realidad bastante simple considerando la complejidad de su vía de biosíntesis y se parece mucho a la regulación del triptófano. En este sistema, la secuencia líder completa tiene 4 bloques de cadenas complementarias que pueden formar estructuras de bucles de horquilla. El bloque uno, que se muestra arriba, es la clave para la regulación. Cuando los niveles de ARNt cargados con histidina son bajos en la célula, el ribosoma se detendrá en la cadena de residuos de His en el bloque 1. Este estancamiento del ribosoma permitirá que las cadenas complementarias 2 y 3 formen un bucle de horquilla. El bucle formado por las cadenas 2 y 3 forma un antiterminador y la traducción de los genes His continuará y se producirá histidina. Sin embargo, cuando los niveles de ARNt cargado con histidina son altos, el ribosoma no se detendrá en el bloque 1, lo que no permitirá que las cadenas 2 y 3 formen una horquilla. En cambio, las cadenas 3 y 4 formarán un bucle de horquilla más abajo del ribosoma. El bucle de horquilla formado por las cadenas 3 y 4 es un bucle de terminación; cuando el ribosoma entra en contacto con el bucle, se "eliminará" de la transcripción. Cuando se elimina el ribosoma, los genes His no se traducirán y la célula no producirá histidina.

La familia de aminoácidos 3-fosfogliceratos incluye serina, glicina y cisteína.

La serina es el primer aminoácido de esta familia que se produce; luego se modifica para producir tanto glicina como cisteína (y muchas otras moléculas biológicamente importantes). La serina se forma a partir del 3-fosfoglicerato mediante la siguiente vía:

3-fosfoglicerato → fosfohidroxipiruvato → fosfoserina → serina

La conversión de 3-fosfoglicerato a fosfohidroxipiruvato se logra mediante la enzima fosfoglicerato deshidrogenasa. Esta enzima es el paso regulador clave en esta vía. La fosfoglicerato deshidrogenasa está regulada por la concentración de serina en la célula. En concentraciones altas, esta enzima estará inactiva y no se producirá serina. En concentraciones bajas de serina, la enzima estará completamente activa y la bacteria producirá serina. Dado que la serina es el primer aminoácido producido en esta familia, tanto la glicina como la cisteína estarán reguladas por la concentración de serina disponible en la célula.

La glicina se biosintetiza a partir de la serina, catalizada por la serina hidroximetiltransferasa (SHMT). La enzima reemplaza eficazmente un grupo hidroximetilo por un átomo de hidrógeno.

SHMT está codificado por el gen glyA. La regulación de glyA es compleja y se sabe que incorpora serina, glicina, metionina, purinas, timina y folatos. El mecanismo completo aún no se ha dilucidado. Se sabe que el producto del gen de metionina MetR y el intermediario de metionina homocisteína regulan positivamente a glyA. La homocisteína es un coactivador de glyA y debe actuar en conjunto con MetR. Por otro lado, se sabe que PurR, una proteína que desempeña un papel en la síntesis de purinas y S-adeno-silmetionina, regulan negativamente a glyA. PurR se une directamente a la región de control de glyA y desactiva eficazmente el gen para que la bacteria no produzca glicina.

Los genes necesarios para la síntesis de cisteína están codificados en el regulón cys. La integración del azufre está regulada positivamente por CysB. Los inductores eficaces de este regulón son la N-acetil-serina (NAS) y cantidades muy pequeñas de azufre reducido. CysB funciona uniéndose a los semisitios del ADN en el regulón cys. Estos semisitios difieren en cantidad y disposición según el promotor de interés. Sin embargo, hay un semisitio que se conserva. Se encuentra justo aguas arriba del sitio -35 del promotor. También hay múltiples sitios accesorios según el promotor. En ausencia del inductor, NAS, CysB se unirá al ADN y cubrirá muchos de los semisitios accesorios. Sin los semisitios accesorios, el regulón no puede transcribirse y no se producirá cisteína. Se cree que la presencia de NAS hace que CysB experimente un cambio conformacional. Este cambio conformacional permite que CysB se una correctamente a todos los sitios intermedios y provoca el reclutamiento de la ARN polimerasa. La ARN polimerasa luego transcribirá el regulón cys y se producirá cisteína.

Sin embargo, se requiere una mayor regulación de esta vía. CysB puede regular negativamente su propia transcripción uniéndose a su propia secuencia de ADN y bloqueando la ARN polimerasa. En este caso, la NAS actuará para impedir la unión de CysB a su propia secuencia de ADN. La OAS es un precursor de la NAS, la cisteína en sí misma puede inhibir la CysE, que funciona para crear la OAS. Sin la OAS necesaria, no se producirá la NAS ni tampoco la cisteína. Hay otros dos reguladores negativos de la cisteína. Se trata de las moléculas sulfuro y tiosulfato, que actúan para unirse a CysB y compiten con la NAS por la unión de la CysB.

El piruvato, resultado de la glucólisis, puede alimentar tanto el ciclo del ácido tricarboxílico como los procesos de fermentación. Las reacciones que comienzan con una o dos moléculas de piruvato conducen a la síntesis de alanina, valina y leucina. La inhibición por retroalimentación de los productos finales es el principal método de inhibición y, en E. coli, el operón ilvEDA también desempeña un papel en esta regulación.

La alanina se produce mediante la transaminación de una molécula de piruvato mediante dos pasos alternativos: 1) conversión de glutamato en α-cetoglutarato mediante una transaminasa glutamato-alanina, y 2) conversión de valina en α-cetoisovalerato mediante la transaminasa C.

No se sabe mucho sobre la regulación de la síntesis de alanina. El único método definitivo es la capacidad de la bacteria para reprimir la actividad de la transaminasa C mediante valina o leucina (véase el operón ilvEDA). Aparte de eso, la biosíntesis de alanina no parece estar regulada.

La valina se produce mediante una vía de cuatro enzimas. Comienza con la condensación de dos equivalentes de piruvato catalizada por la acetohidroxiácido sintasa, lo que produce α-acetolactato. El segundo paso implica la reducción dependiente de NADPH+ del α-acetolactato y la migración de grupos metilo para producir α, β-dihidroxiisovalerato. Esto es catalizado por la acetohidroxiisomeroreductasa. El tercer paso es la deshidratación del α, β-dihidroxiisovalerato catalizada por la dihidroxiácido deshidrasa. En el cuarto y último paso, el α-cetoisovalerato resultante sufre una transaminación catalizada por una alanina-valina transaminasa o una glutamato-valina transaminasa. La biosíntesis de valina está sujeta a inhibición por retroalimentación en la producción de la acetohidroxiácido sintasa.

La vía de síntesis de leucina se desvía de la vía de valina comenzando con el α-cetoisovalerato. La α-isopropilmalato sintasa cataliza esta condensación con acetil CoA para producir α-isopropilmalato. Una isomerasa convierte el α-isopropilmalato en β-isopropilmalato. El tercer paso es la oxidación dependiente de NAD+ del β-isopropilmalato catalizada por una deshidrogenasa. El paso final es la transaminación del α-cetoisocaproato por la acción de una glutamato-leucina transaminasa.

La leucina, al igual que la valina, regula el primer paso de su vía inhibiendo la acción de la α-isopropilmalato sintasa. Debido a que la leucina se sintetiza mediante una desviación de la vía de síntesis de la valina, la inhibición por retroalimentación de la valina en su vía también puede inhibir la síntesis de leucina.

Los genes que codifican tanto la dihidroxiácido deshidrasa utilizada en la creación de α-cetoisovalerato y transaminasa E, como otras enzimas, están codificados en el operón ilvEDA. Este operón se une y se inactiva mediante valina, leucina e isoleucina. (La isoleucina no es un derivado directo del piruvato, pero se produce mediante el uso de muchas de las mismas enzimas utilizadas para producir valina e, indirectamente, leucina). Cuando uno de estos aminoácidos está limitado, se puede transcribir el gen más alejado del sitio de unión del aminoácido de este operón. Cuando un segundo de estos aminoácidos está limitado, se puede transcribir el gen siguiente más cercano al sitio de unión, y así sucesivamente.

La producción comercial de aminoácidos suele depender de bacterias mutantes que producen en exceso aminoácidos individuales utilizando la glucosa como fuente de carbono. Algunos aminoácidos se producen mediante conversiones enzimáticas de intermediarios sintéticos. El ácido 2-aminotiazolin-4-carboxílico es un intermediario en la síntesis industrial de L-cisteína, por ejemplo. El ácido aspártico se produce mediante la adición de amoníaco al fumarato utilizando una liasa.

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