Balsa lipídica

Las membranas plasmáticas de las células contienen combinaciones de glicoesfingolípidos, colesterol y receptores de proteínas organizados en microdominios lipídicos de glicolipoproteína denominados balsas lipídicas. Su existencia en las membranas celulares sigue siendo controvertida. De hecho, Kervin y Overduin dan a entender que las balsas de lípidos son islas de proteínas mal interpretadas, que proponen que se forman a través de un código de proteolípidos. No obstante, se ha propuesto que son microdominios de membrana especializados que compartimentan los procesos celulares sirviendo como centros organizadores para el ensamblaje de moléculas de señalización, permitiendo una interacción más cercana de los receptores de proteínas y sus efectores para promover interacciones cinéticamente favorables necesarias para la transducción de señales. Las balsas de lípidos influyen en la fluidez de la membrana y el tráfico de proteínas de la membrana, regulando así la neurotransmisión y el tráfico de receptores. Las balsas lipídicas están más ordenadas y compactas que la bicapa circundante, pero flotan libremente dentro de la bicapa de membrana. Aunque son más comunes en la membrana celular, también se han informado balsas lipídicas en otras partes de la célula, como el aparato de Golgi y los lisosomas.

Propiedades

Una diferencia clave entre las balsas lipídicas y las membranas plasmáticas de las que se derivan es la composición lipídica. Las investigaciones han demostrado que las balsas de lípidos contienen de 3 a 5 veces la cantidad de colesterol que se encuentra en la bicapa circundante. Además, las balsas lipídicas están enriquecidas en esfingolípidos como la esfingomielina, que normalmente está elevada en un 50% en comparación con la membrana plasmática. Para compensar los niveles elevados de esfingolípidos, se reducen los niveles de fosfatidilcolina, lo que da como resultado niveles similares de lípidos que contienen colina entre las balsas y la membrana plasmática circundante. El colesterol interactúa preferentemente, aunque no exclusivamente, con los esfingolípidos debido a su estructura y a la saturación de las cadenas de hidrocarburos. Aunque no todos los fosfolípidos dentro de la balsa están completamente saturados, las cadenas hidrofóbicas de los lípidos contenidos en las balsas están más saturadas y apretadas que la bicapa circundante. El colesterol es el "pegamento" dinámico; que mantiene unida la balsa. Debido a la naturaleza rígida del grupo esterol, el colesterol se divide preferentemente en las balsas lipídicas, donde las cadenas acilo de los lípidos tienden a ser más rígidas y en un estado menos fluido. Una propiedad importante de los lípidos de membrana es su carácter anfipático. Los lípidos anfipáticos tienen un grupo principal hidrófilo polar y una región hidrófoba no polar. La figura de la derecha muestra la forma de cono invertido de la esfingomielina y la forma de cono del colesterol según el área de espacio ocupada por las regiones hidrofóbica e hidrofílica. El colesterol puede acumularse entre los lípidos en balsas, sirviendo como espaciador molecular y llenando cualquier vacío entre los esfingolípidos asociados.

Rietveld & Simons relacionó las balsas lipídicas en membranas modelo con la inmiscibilidad de fases líquidas ordenadas (fase Lo) y desordenadas (fase Ld o Lα). La causa de esta inmiscibilidad es incierta, pero se cree que minimiza la energía libre entre las dos fases. Los estudios han demostrado que existe una diferencia en el espesor de las balsas lipídicas y la membrana circundante, lo que da como resultado un desajuste hidrofóbico en el límite entre las dos fases. Se ha demostrado que este desajuste en la altura de las fases aumenta la tensión de la línea, lo que puede conducir a la formación de plataformas de balsa más grandes y circulares para minimizar el costo energético de mantener las balsas como una fase separada. Otros eventos espontáneos, como la curvatura de la membrana y la fusión de balsas pequeñas en balsas más grandes, también pueden minimizar la tensión de la línea.

Según una de las primeras definiciones de balsas lipídicas, las balsas lipídicas se diferencian del resto de la membrana plasmática. De hecho, los investigadores han planteado la hipótesis de que las balsas de lípidos se pueden extraer de una membrana plasmática. La extracción aprovecharía la resistencia de la balsa lipídica a los detergentes no iónicos, como Triton X-100 o Brij-98 a bajas temperaturas (por ejemplo, 4 °C). Cuando se añade dicho detergente a las células, la membrana fluida se disolverá mientras que las balsas lipídicas permanecerán intactas y podrán extraerse.

Debido a su composición y resistencia a los detergentes, las balsas lipídicas también se denominan complejos enriquecidos con glicolípidos insolubles en detergentes (GEM) o DIG o membranas resistentes a los detergentes (DRM). Sin embargo, la validez de la metodología de resistencia a los detergentes de las membranas ha sido cuestionada recientemente debido a ambigüedades en los lípidos y proteínas recuperados y a la observación de que también pueden provocar la formación de áreas sólidas donde antes no las había.

Función

Mediación de la presentación del sustrato. Las balsas lipídicas localizan las proteínas palmitoiladas lejos de la región desordenada de la membrana plasmática. La alteración de la localización mediada por palmitato permite la exposición de una proteína a su compañero de unión o sustrato en la región desordenada, un mecanismo de activación denominado presentación de sustrato. Por ejemplo, una proteína suele estar palmitoilada y se une al fosfatidilinositol 4,5-bifosfato (PIP2). PIP2 es poliinsaturado y no reside en balsas de lípidos. Cuando los niveles de PIP2 aumentan en la membrana plasmática, la proteína viaja a grupos de PIP2 donde puede ser activada directamente por PIP2 (u otra molécula que se asocie con PIP2).

Es probable que existan otras funciones.

Historia

Hasta 1982, estaba ampliamente aceptado que los fosfolípidos y las proteínas de membrana se distribuían aleatoriamente en las membranas celulares, según el modelo de mosaico fluido de Singer-Nicolson, publicado en 1972. Sin embargo, los microdominios de membrana fueron postulados en la década de 1970 utilizando enfoques biofísicos de Stier. &erio; Sackmann y Klausner & Karnovsky. Estos microdominios fueron atribuidos a las propiedades físicas y la organización de mezclas de lípidos por Stier & Sackmann e Israelachvili et al. En 1974, los efectos de la temperatura sobre el comportamiento de las membranas llevaron a la propuesta de "grupos de lípidos" en membranas y en 1975, los datos sugirieron que estos grupos podrían ser "cuasicristalinos" regiones dentro de la molécula de lípido cristalino líquido más libremente dispersada. En 1978, los estudios de difracción de rayos X condujeron a un mayor desarrollo del "cluster" idea de definir los microdominios como "lípidos en un estado más ordenado". Karnovsky y sus colaboradores formalizaron el concepto de dominios lipídicos en las membranas en 1982. Los estudios de Karnovsky mostraron heterogeneidad en la descomposición del 1,6-difenil-1,3,5-hexatrieno, lo que indicó que había múltiples fases. en el entorno lipídico de la membrana. Un tipo de microdominio está constituido por el colesterol y los esfingolípidos. Se forman debido a la segregación de estos lípidos en una fase separada, como lo demostraron Biltonen y Thompson y sus colaboradores. Se demostró que estos microdominios ("balsas") también existen en las membranas celulares. Posteriormente, Kai Simons del Laboratorio Europeo de Biología Molecular (EMBL) en Alemania y Gerrit van Meer de la Universidad de Utrecht, Países Bajos, volvieron a centrar el interés en estos microdominios de membrana, enriquecidos con lípidos y colesterol, glicolípidos y esfingolípidos, presentes en las membranas celulares. Posteriormente, llamaron a estos microdominios “balsas” de lípidos. El concepto original de balsas se utilizó como explicación para el transporte de colesterol desde la red trans de Golgi hasta la membrana plasmática. La idea fue desarrollada más formalmente en 1997 por Simons e Ikonen. En el Simposio Keystone sobre balsas lipídicas y función celular de 2006, las balsas lipídicas se definieron como "dominios pequeños (10-200 nm), heterogéneos, altamente dinámicos, enriquecidos en esteroles y esfingolípidos que compartimentan los procesos celulares". A veces, las balsas pequeñas se pueden estabilizar para formar plataformas más grandes mediante interacciones proteína-proteína" En los últimos años, los estudios de balsas lipídicas han intentado abordar muchas de las cuestiones clave que causan controversia en este campo, incluido el tamaño y la vida útil de las balsas.

Otras preguntas aún por responder incluyen:

• ¿Cuáles son los efectos de los niveles de proteína de la membrana?
• ¿Cuál es la función fisiológica de las balsas de lípido?
• ¿Qué efecto tiene el flujo de lípidos de membrana en la formación de balsa?
• ¿Qué efecto tienen la dieta y las drogas en las balsas de lípidos?
• ¿Qué efecto tienen las proteínas ubicadas en los límites de la balsa en las balsas de lípidos?

Tipos comunes

Se han propuesto dos tipos de balsas lipídicas: balsas lipídicas planas (también denominadas balsas no caveolares o glicolípidas) y caveolas. Las balsas planas se definen como continuas con el plano de la membrana plasmática (no invaginadas) y por su falta de características morfológicas distintivas. Las caveolas, por otro lado, son invaginaciones de la membrana plasmática en forma de matraz que contienen proteínas caveolina y son las estructuras más fácilmente observables en las balsas lipídicas. Las caveolinas se expresan ampliamente en el cerebro, microvasos del sistema nervioso, células endoteliales, astrocitos, oligodendrocitos, células de Schwann, ganglios de la raíz dorsal y neuronas del hipocampo. Las balsas planas contienen proteínas flotilina y se encuentran en neuronas donde no hay caveolas. Ambos tipos tienen una composición lipídica similar (enriquecidos en colesterol y esfingolípidos). La flotillina y las caveolinas pueden reclutar moléculas de señalización en balsas de lípidos, desempeñando así un papel importante en la transducción de señales de neurotransmisores. Se ha propuesto que estos microdominios organizan espacialmente moléculas de señalización para promover interacciones cinéticamente favorables que son necesarias para la transducción de señales. Por el contrario, estos microdominios también pueden separar moléculas de señalización, inhibiendo las interacciones y amortiguando las respuestas de señalización.

Papel en la transducción de señales

La especificidad y fidelidad de la transducción de señales son esenciales para que las células respondan eficientemente a los cambios en su entorno. Esto se logra en parte mediante la localización diferencial de proteínas que participan en vías de señalización. En la membrana plasmática, un enfoque de compartimentación utiliza balsas de lípidos.

Una forma razonable de considerar las balsas de lípidos es que las balsas pequeñas pueden formar plataformas de concentración después de la activación de la unión del ligando para receptores individuales. Los investigadores han descubierto que las balsas lipídicas están involucradas en muchos procesos de transducción de señales, como la señalización de la inmunoglobulina E, la señalización del receptor de antígeno de células T, la señalización del receptor de antígeno de células B, la señalización del receptor de EGF, la señalización del receptor de insulina, etc. Para ilustrar estos principios, a continuación se describen ejemplos detallados de vías de señalización que involucran balsas de lípidos.

Señalización del factor de crecimiento epidérmico

El factor de crecimiento epidérmico (EGF) se une al receptor de EGF, también conocido como HER-1 o ErbB1, para iniciar la señalización transmembrana. Se ha sugerido que las balsas de lípidos desempeñan un papel bipartito en este proceso. Ciertos aspectos de las balsas lipídicas inhiben la función del receptor de EGF:

• el componente ganglioside de balsas lipídicas se mostró inhibiendo la activación del receptor
• el potencial de dipolo de membrana, que se demostró ser más alto en balsas de lípidos que en el resto de la membrana, se demostró que inhibe la unión EGF a su receptor
• La unión EGF se mostró inhibida por balsas lipídicas no caveolares debido a una disminución del número de receptores disponibles para ligando
• EGF y ErbB2 (HER-2) fueron mostrados a emigrar de balsas de lípidos o caveolas durante o después de la activación
• se mostró la interrupción de las balsas de lípidos para inducir la activación del receptor EGF de ligand-independiente

Al mismo tiempo, las balsas de lípidos parecen ser necesarias o potenciar la señalización transmembrana:

• secuestro de ErbB2 de balsas lipídicas han demostrado inhibir la señalización inducida por EGF
• el potencial de dipolo de membrana, que es más alto en balsas de lípido que en el resto de la membrana, potencia la señalización inducida por EGF
• EGF fue demostrado para traer coalecencia de balsas individuales de lípido, similar a lo que se ha sugerido para jugar un papel en la activación del receptor de células T
• localización del receptor EGF a balsas lipídicas induce resistencia a inhibidores de la tirosina cinasa

Inmunoglobulina E signaling

La señalización de inmunoglobulina E (IgE) es la primera balsa de lípidos demostrada convincentemente que implica el proceso de señalización. La evidencia de este hecho incluye una disminución de la solubilidad de los receptores Fc-epsilon (FcεR) en Triton X-100 de estado estable a estado de conexión cruzada, formación de parches lo suficientemente grandes para ser visualizados por microscopía de fluorescencia de gangliosides y proteínas ancladas GPI, abolición de la señalización IgE por agotamiento superficial de colesterol con metil-β-ciclodextrino y así sucesivamente. Esta vía de señalización puede describirse como sigue: IgE se une primero a los receptores Fc-epsilon (FcεR) que residen en la membrana plasmática de las células más pequeñas y los basófilos a través de su segmento Fc. FcεR es un tetramer consiste en una α, una β y dos cadenas γ. Es monomérico y une una molécula de IgE. La cadena α une IgE y las otras tres cadenas contienen motivos de activación basados en la tirosina del receptor inmune (ITAM). Luego los antígenos oligoméricos se unen a la IgE receptora para cruzar dos o más de estos receptores. Este enlace cruzado entonces recluta doblemente acylated non-receptor Src-like tyrosine kinase Lyn to phosphorylate ITAMs. Después de eso, las tirosinas de la familia Syk unen estos residuos de fosfotilrosina de ITAMs para iniciar la cascada de señalización. Syk puede, a su vez, activar otras proteínas como LAT. A través del cruce, LAT puede reclutar otras proteínas en la balsa y amplificar aún más la señal.

señalización del receptor de antígeno de células T

El receptor de antígeno de células T (TCR) es una molécula que se encuentra en la superficie de linfocitos T (células T). Se compone de αβ-heterodimers, CD3 (γδε) complejo y Š-homodimer. Las subunidades α- y β- contienen sitios de unión extracelular para péptidos que son presentados por las principales proteínas de clase I y clase II del complejo de histocompatibilidad (MHC) en la superficie de las células que presentan antígenos (APCs). Las subunidades CD3 y Š- contienen motivos citoplasmáticos de ITAM. Durante el proceso de señalización, los MHCs vinculantes para TCR reúnen dos o más receptores. Este enlace cruzado, similar a la señalización de IgE, luego reclutar doblemente acylated non-receptor Src-like tyrosine kinases a residuos de tirosina de fosforilato ITAM. Además de reclutar Lyn, la señalización TCR también recluta Fyn. Siguiendo este procedimiento, ZAP-70 (que también es diferente con la señalización IgE) se une a ITAMs fosforilados, lo que conduce a su propia activación y activación LAT. La activación de LAT es la fuente de amplificación de señal. Otra diferencia entre la señalización de los receptores de antígenos IgE y T cell es que la activación de Lck por TCR podría dar lugar a un agrupamiento de balsa más severo por lo tanto más amplificación de señalización. Un posible mecanismo de baja regulación de esta señalización implica la unión de la cinosa citosólica Csk a la proteína CBP asociada a la balsa. Csk puede entonces suprimir las cinasas de la familia Src a través de la fosforilación.

Señalización del receptor de antígeno de células B

El receptor de antígeno de células B (BCR) es un complejo entre una molécula de Ig unida a membrana (mIg) y un heterodímero Igα-Igβ de dos polipéptidos unido por puentes disulfuro. Igα e Igβ contienen cada uno un motivo de aminoácido, llamado ITAM, cuya secuencia es D/ExxYxxL/Ix7YxxL/I.

El proceso de señalización del receptor de antígeno de células B es similar a la señalización de la inmunoglobulina E y la señalización del receptor de antígeno de células T. Se cree comúnmente que, además de BCR, las balsas lipídicas desempeñan un papel importante en muchos de los eventos de la superficie celular implicados en la activación de las células B. Sus funciones incluyen la señalización por BCR, la modulación de esa señalización por correceptores, la señalización por CD40, la endocitosis del antígeno unido al BCR y su enrutamiento a endosomas tardíos para facilitar la carga de péptidos derivados de antígenos en moléculas MHC de clase II, enrutamiento de esos complejos péptido/MHC-II a la superficie celular y su participación en la presentación de antígenos a las células T.

Como plataformas para la entrada de virus

Los virus, como parásitos intracelulares obligados, deben involucrar una interacción específica entre el virus y el receptor celular expresado en la membrana plasmática para poder ingresar a las células. La evidencia acumulada respalda que los virus ingresan a las células a través de la penetración de microdominios de membrana específicos, incluidas las balsas de lípidos.

Virus sin envoltura

Los modelos mejor estudiados de entrada viral sin envoltura relacionada con balsas lipídicas son el virus simio 40 (SV40, Papovaviridae) y el ecovirus tipo 1 (EV1, Picornaviridae).

SV40 utiliza dos receptores diferentes para unirse a la superficie celular: el gangliósido GM1 ubicado en balsas lipídicas y la molécula de clase I de histocompatibilidad mayor (MHC). La unión de SV40 con moléculas del MHC de clase I desencadena la agrupación y redistribución de receptores. SV40 puede reclutar más caveolas del citoplasma o incluso formar nuevas caveolas en el sitio de entrada. Una cascada de eventos de señalización inducidos por virus desencadenados por la unión da como resultado una endocitosis mediada por caveolas en aproximadamente 20 minutos. En algunos tipos de células, el virus puede ingresar a los caveosomas directamente desde balsas lipídicas en vesículas no recubiertas.

EV1 utiliza la integrina α2β1 como receptor celular. Múltiples heterodímeros de integrinas pueden unirse a los sitios adyacentes de la cápside del virus. De manera similar a SV40, la unión y unión con las células desencadena la agrupación y la reubicación de moléculas de integrina desde las balsas lipídicas hasta las estructuras similares a caveolas. El agotamiento del colesterol en las balsas lipídicas inhibe la infección por EV1.

También hay virus que utilizan la endocitosis mediada por balsas no caveolares, como el Echovirus 11 (EV11, picornavirus). Sin embargo, aún es necesario caracterizar mejor los mecanismos detallados.

Virus envuelto

Los virus de la influenza se unen al receptor celular ácido siálico, que se une al glicoconjugado en la superficie celular, para iniciar la endocitosis. Después del transporte a los endosomas tardíos, los cambios de conformación de HA dependientes de un pH bajo inducen la fusión, y los complejos de ribonucleoproteína viral (RNP) se liberan mediante la entrada de protones de las proteínas M2 del canal iónico viral que requieren unión con el colesterol. El virus del bosque Semliki (SFV) y el virus Sindbis (SIN) requieren colesterol y esfingolípidos en balsas lipídicas de membrana objetivo para la fusión y entrada a la membrana mediada por glicoproteínas de la envoltura. El virus linfotrópico T humano tipo I (HTLV-1) ingresa a las células a través del transportador de glucosa 1 (GLUT-1). El virus del Ébola y el virus de Marburg utilizan el receptor de folato α (FRα), que es una proteína anclada a GPI, como receptor celular. El virus de la hepatitis B reconoce el receptor del complemento humano tipo 2 (CR2 o conocido como CD21). El herpesvirus humano 6 (HHV-6) se une al CD46 humano en la superficie de la célula huésped. Todos estos receptores virales están ubicados en balsas de lípidos o serían reubicados en balsas de lípidos después de la infección.

El virus de la inmunodeficiencia humana (VIH), como virus animal de transmisión sexual, primero debe atravesar una barrera de células epiteliales, que no expresan CD4 ni receptores de quimiocinas, para establecer una infección productiva. Un receptor alternativo para la glicoproteína de la envoltura del VIH-1 en las células epiteliales es la galactosilceramida glicoesfingolípida (GalCer), que se enriquece en la balsa lipídica.

SARS-Cov-2

Se demostró que el virus SARS-CoV-2 que causa el COVID-19 ingresa a través de endocitosis utilizando balsas de lípidos. La variante ómicrón ingresa predominantemente a través de endocitosis, presumiblemente a través de balsas lipídicas. La hidroxicloroquina bloquea la entrada del SARS-CoV-2 al bloquear la asociación de ACE2 con lípidos endocíticos.

Visualización

Una de las razones principales de la controversia sobre las balsas de lípidos ha surgido de los desafíos que supone estudiar las balsas de lípidos en células vivas, que no están en equilibrio termodinámico. Las balsas lipídicas son pequeños microdominios que varían de 10 a 200 nm de tamaño. Debido a que su tamaño está por debajo del límite de difracción clásico de un microscopio óptico, las balsas lipídicas han resultado difíciles de visualizar directamente. Actualmente se estudian membranas sintéticas; sin embargo, el uso de estas membranas tiene muchos inconvenientes. En primer lugar, las membranas sintéticas tienen una menor concentración de proteínas en comparación con las biomembranas. Además, es difícil modelar las interacciones membrana-citoesquelético que están presentes en las biomembranas. Otros obstáculos incluyen la falta de asimetría natural y la incapacidad de estudiar las membranas en condiciones de desequilibrio. A pesar de esto, la microscopía de fluorescencia se utiliza ampliamente en este campo. Por ejemplo, los fluoróforos conjugados con la subunidad B de la toxina del cólera, que se une al gangliósido GM1 constituyente de la balsa, se utilizan ampliamente. También se utilizan tintes de membrana lipófilos que se dividen entre las balsas y la membrana en masa o cambian sus propiedades fluorescentes en respuesta a la fase de la membrana. Laurdan es uno de los mejores ejemplos de este tipo de tinte. Las balsas también pueden marcarse mediante la expresión genética de proteínas de fusión fluorescentes como Lck-GFP.

La manipulación del colesterol es una de las técnicas más utilizadas para estudiar las balsas lipídicas. El secuestro (usando filipina, nistatina o anfotericina), el agotamiento y la eliminación (usando metil-B-ciclodextrina) y la inhibición de la síntesis de colesterol (usando inhibidores de la HMG-CoA reductasa) son formas en que se manipula el colesterol en los estudios de balsas lipídicas. Estos estudios permiten observar los efectos sobre la señalización de los neurotransmisores tras la reducción de los niveles de colesterol.

Sharma y sus colegas utilizaron una combinación de imágenes de alta resolución y modelos matemáticos para proporcionar la visión de que las proteínas en balsa están organizadas en nanoclusters de alta densidad con radios que oscilan entre 5 y 20 nm. Utilizando mediciones de transferencia de energía de resonancia de fluorescencia entre las mismas sondas (homo-FRET o anisotropía de fluorescencia), Sharma y sus colegas informaron que una fracción (20–40%) de las proteínas ancladas a GPI están organizadas en grupos de alta densidad de 4–5 nm de radio. , cada uno de los cuales consta de unas pocas moléculas y diferentes proteínas ancladas a GPI. Para combatir los problemas del tamaño pequeño y la naturaleza dinámica, está adquiriendo importancia el seguimiento de partículas individuales y moléculas mediante cámaras CCD sensibles y refrigeradas y microscopía de reflexión interna total (TIRF). Esto permite extraer información sobre la difusividad de las partículas en la membrana, así como revelar corrales, barreras y sitios de confinamiento de la membrana.

También se utilizan otras técnicas ópticas: la espectroscopía de correlación cruzada y correlación de fluorescencia (FCS/FCCS) se puede utilizar para obtener información sobre la movilidad de los fluoróforos en la membrana; la transferencia de energía por resonancia de fluorescencia (FRET) puede detectar cuando los fluoróforos están muy cerca y las técnicas de pinzas ópticas pueden proporcionar información sobre la viscosidad de la membrana.

No solo se pueden utilizar técnicas ópticas, sino también técnicas de sonda de barrido como la microscopía de fuerza atómica (AFM) o la microscopía de conductancia iónica de barrido (SICM) para detectar las propiedades topológicas y mecánicas de lípidos sintéticos o membranas celulares nativas aisladas mediante destechado celular.

También se utilizan la interferometría de polarización dual y la resonancia magnética nuclear (RMN), aunque la microscopía de fluorescencia sigue siendo la técnica dominante. En el futuro, se espera que la microscopía de superresolución, como la de agotamiento de emisiones estimuladas (STED) o diversas formas de microscopía de iluminación estructurada, puedan superar los problemas impuestos por el límite de difracción.

Otras técnicas utilizadas en el análisis de balsas lipídicas incluyen ELISA, transferencia Western y FACS.

Controversia

El papel de las balsas en la señalización, el tráfico y la estructura celular aún no se ha determinado a pesar de muchos experimentos que involucran varios métodos diferentes, y su existencia misma es controvertida a pesar de todo lo anterior.

Los argumentos en contra de la existencia de balsas de lípidos incluyen los siguientes:

• En primer lugar, debe existir una tensión de línea entre las fases Lα y Lo. Esta línea se ha visto en las membranas modelo, pero no se ha observado fácilmente en los sistemas celulares.
• En segundo lugar, no hay consenso sobre el tamaño de la balsa de lípido, que se ha informado en cualquier lugar entre 1 y 1.000 nanometros.
• En tercer lugar, se desconoce la escala de tiempo de existencia de balsa de lípido. Si existen balsas de lípido, sólo pueden ocurrir en una escala de tiempo que es irrelevante para los procesos biológicos.
• Cuarto, toda la membrana puede existir en la fase Lo.

Una primera refutación a este punto sugiere que la fase Lo de las balsas está más compacta debido al enlace de hidrógeno intermolecular exhibido entre los esfingolípidos y el colesterol que no se ve en otros lugares.

Un segundo argumento cuestiona la eficacia del diseño experimental al alterar las balsas de lípidos. Pike y Miller analizan los posibles peligros del uso del agotamiento del colesterol para determinar la función de la balsa lipídica. Observaron que la mayoría de los investigadores estaban utilizando métodos agudos de reducción del colesterol, que alteran las balsas, pero también alteran otro lípido conocido como PI(4,5)P2. PI(4,5)P₂ juega un papel importante en la regulación del citoesqueleto de la célula y la alteración de PI(4,5)P₂ causa muchas de las Los mismos resultados que este tipo de agotamiento del colesterol, incluida la difusión lateral de las proteínas en la membrana. Debido a que los métodos alteran tanto las balsas como el PI(4,5)P₂, Kwik et al. concluyeron que la pérdida de una función celular particular después del agotamiento del colesterol no necesariamente puede atribuirse únicamente a la alteración de la balsa lipídica, ya que otros procesos independientes de la balsa también pueden verse afectados. Finalmente, si bien se cree que las balsas lipídicas están conectadas de alguna manera con las proteínas, Edidin sostiene que las proteínas atraen los lípidos en la balsa mediante interacciones de las proteínas con las cadenas de acilo de los lípidos, y no al revés.